3. Effets sur le poisson et les ressources halieutiques

3.1 Aperçu

3.2 Considérations applicables au plan d’étude

• 3.2.1 Choix des zones exposées et des zones de référence
  • 3.2.1.1 Échantillonnage de la zone exposée et de la zone de référence
  • 3.2.1.2 Caractère adéquat de la zone de référence
• 3.2.2 Facteurs de confusion
• 3.2.3 Rejets en milieu marin
• 3.2.4 Données historiques

3.3 Sélection des espèces de poissons sentinelles

• 3.3.1 Étude de la communauté
• 3.3.2 Poissons immatures
• 3.3.3 Poissons de petite taille
• 3.3.4 Espèces vivipares

3.4 Indicateurs d’effets

• 3.4.1 Échantillonnage létal
  • 3.4.1.1 Survie
  • 3.4.1.2 Utilisation d’énergie (croissance et reproduction)
  • 3.4.1.3 Accumulation d’énergie (condition)
  • 3.4.1.4 Anomalies
• 3.4.2 Échantillonnage non létal
  • 3.4.2.1 Survie (distributions de fréquences des tailles)
  • 3.4.2.2 Utilisation d'énergie
  • 3.4.2.3 Condition
• 3.4.3 Mollusques sauvages

3.5 Période d’échantillonnage

3.6 Vérification de l’exposition des poissons

3.7 Analyse de puissance

• 3.7.1 Niveaux de puissance et de signification
• 3.7.2 Ampleur de l’effet

3.8 Méthodes d’échantillonnage des poissons

• 3.8.1 Prises accessoires
• 3.8.2 Télédétection
• 3.8.3 Autres méthodes

3.9 Étude des poissons – Assurance de la qualité et contrôle de la qualité

• 3.9.1 Pratiques de terrain pour améliorer l’analyse et l’interprétation des  données
• 3.9.2 Contrôle de la qualité sur le terrain
• 3.9.3 Détermination de l’effort d’échantillonnage
  • 3.9.3.1 Exemples de calculs de l’effort d’échantillonnage
• 3.9.4 Consultation avec les coordonnateurs régionaux de l’ESEE et exécution sur le terrain
• 3.9.5 Entrée des données
• 3.9.6 Contrôle de la qualité en laboratoire

3.10 Analyse des données

• 3.10.1 Analyse statistique

3.11 Méthodes d’analyse du potentiel d’utilisation des poissons

• 3.11.1 Sélection des espèces de poissons
• 3.11.2 Prélèvement et préparation des échantillons de tissus
• 3.11.3 Analyses complémentaires : pourcentage de lipides et d’eau
• 3.11.4 Directives pour le dosage du mercure dans les tissus des poissons à l’aide de méthodes non létales
  • 3.11.4.1 Méthodologie recommandée

3.12 Références

Liste des tableaux

• Tableau 3-1 : Valeurs mesurées lors de l’étude des populations de poissons afin de calculer les critères d’effets et les critères d’appui relatifs à la croissance, la reproduction, la condition et la survie des poissons
• Tableau 3-2 : Structures suggérées pour la détermination de l’âge d’espèces de poissons canadiennes
• Tableau 3-3 : Indicateurs et critères d’effets utilisés pour les différents types d’études des poissons
• Tableau 3-4 : Périodes optimales suggérées pour l’échantillonnage de poissons pour une ESEE
• Tableau 3-5 : Espèces de poissons couramment utilisées dans les ESEE, aspects à considérer dans la conception du plan d’étude et périodes d’échantillonnage recommandées
• Tableau 3-6 : Format suggéré de présentation des paramètres (A) et des régressions (B) requis pour l’analyse de l’étude des poissons

3. Effets sur le poisson et les ressources halieutiques

3.1 Aperçu

Dans le cadre du Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement (ESEE), le suivi des poissons peut comprendre l’étude d’une population de poissons ainsi que des analyses de tissus afin de déterminer si l’effluent d’une mine a un effet sur les poissons et les ressources halieutiques. Des détails sur les exigences et les calendriers en matière de rapports se trouvent au chapitre 1 du présent guide et dans le Règlement sur les effluents des mines de métaux (REMM) (DORS/2002-222).

Aux fins du Programme d’ESEE, le terme « poisson » inclut les mollusques, les crustacés et les animaux marins, conformément à l’article 2 de la Loi sur les pêches, mais exclut les parties de ces organismes (annexe 5, article 1 du REMM).

L’étude des poissons permet d’évaluer si la croissance, la reproduction, l’état et la survie de la population de poissons diffèrent selon que celle-ci vit dans une zone exposée ou dans une zone de référence ou dans une zone exposée où existe un gradient décroissant de concentrations d’effluent. Il faudrait noter qu’une mine doit effectuer : « […] une étude de la population de poissons dans le cas où la concentration de l’effluent dans la zone exposée est supérieure à 1 % en deçà de 250 m d’un point de rejet final » (annexe 5, alinéa 9b) du REMM).

En plus de l’étude des poissons, les études de suivi biologique peuvent aussi comporter une étude des tissus de poissons si une concentration de mercure total (mercure inorganique et organique) égale ou supérieure à 0,10 µg/L a été observée lors de la caractérisation de l’effluent menée aux termes de l’alinéa 4(1)d) (annexe 5, alinéa 9c) du REMM). Un « effet sur les tissus de poissons » s’entend lorsque des mesures de la concentration du mercure total dans les tissus de poissons, prises dans la zone exposée, supérieures à 0,5 µg/g (poids humide), présentant une différence statistique et ayant une concentration plus élevée par rapport à celles mesurées dans les tissus de poissons prises dans la zone de référence (annexe 5, article 1 du REMM).

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3.2 Considérations applicables au plan d’étude

Des renseignements généraux concernant le plan d’étude sont fournis au chapitre 2. Les exigences en matière de plan d’étude et les définitions des effets pour l’étude des populations de poissons et l’analyse des tissus de poissons sont analysées au chapitre 1.

Pour évaluer l’effet d’un effluent sur les poissons, il faut répondre aux questions suivantes :

• Y a-t-il un effet?
• L’effet est-il lié au site minier?
• Connaît-on l’ampleur et la portée géographique de l’effet?
• Connaît-on la cause liée au site minier?

Les représentants ou les experts-conseils de chaque mine au titre de l’ESEE sont invités à communiquer avec le responsable régional de l’ESEE afin d’examiner les résultats des travaux de la phase précédente de sélection des sites et des espèces, de l’effort de pêche, etc. et pour discuter des choix les plus appropriés pour la phase en cours. En considérant ce qui précède, les résultats des phases précédentes, les données historiques et le savoir local devraient servir à évaluer :

• la pertinence du choix des espèces sentinelles et les succès de capture;
• la pertinence de la zone de référence;
• la pertinence des méthodes d’échantillonnage et du matériel requis.

Il se peut que les mines veuillent faire des changements entre les phases, comme accroître l’effort d’échantillonnage, changer de méthodes d’échantillonnage, l’équipement ou les espèces de poissons, sélectionner des zones exposées ou des zones de référence différentes ou encore utiliser des techniques de suivi de rechange. Le plan d’étude devra peut-être être modifié pour diverses raisons, dont celles-ci :

• les résultats indiquent que la puissance statistique dans la phase précédente était insuffisante à cause du faible nombre de poissons prélevés ou d’une forte variabilité;
• les caractéristiques de l’espèce n’étaient pas mesurables ou n’étaient pas adéquates, ou l’état des populations de poissons soulevait des préoccupations;
• il est incertain que les poissons aient été exposés à l’effluent;
• les zones de référence étaient inappropriées.

Les préoccupations que soulèvent les ESEE (et les études sur le terrain en général) peuvent se répartir comme suit : le caractère adéquat des sites de référence, les effets potentiels de facteurs de confusion (p. ex., les influences potentielles de la génétique sur la variabilité des caractéristiques d’une espèce), la pertinence écologique des indicateurs d’effets utilisés, les influences des variations naturelles et les problèmes de statistiques. Le présent guide va tenter d’offrir des solutions potentielles à ces problèmes.

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3.2.1 Choix des zones exposées et des zones de référence

Les deux principaux plans d’étude sont l’approche contrôle-impact et l’approche des gradients. Il faut souligner que le choix de la zone de référence est l’aspect le plus critique des études contrôle-impact sur le terrain (Munkittrick et al., 2009). Idéalement, une zone de référence est située en amont de l’effluent, dans un habitat semblable et est libre d’influences susceptibles de susciter de la confusion parce qu’un obstacle naturel limite les déplacements des poissons entre les sites. Il est rare que cette situation se présente. Les principaux problèmes cités concernant les zones de référence sont de savoir (a) si la zone de référence est comparable comme habitat; (b) si la zone de référence est libre de l’élément préoccupant (exposition) et d’influences pouvant semer la confusion (analysées au chapitre 2); (c) si la zone de référence est accessible aux poissons provenant de la zone exposée (les poissons présents dans une zone de référence d’amont peuvent avoir été exposés par le passé, et les poissons présents dans une zone exposée peuvent être de passage, ce qui réduit leur exposition à des effets potentiels); et (d) si les poissons présents dans la zone d’exposition ont été exposés à l’effluent ou au stresseur d’intérêt.

Aucune zone de référence n’est parfaite. La situation idéale consiste à posséder des données recueillies avant la construction ou le début du stresseur d’intérêt (p. ex., avant-après–contrôle-impact [BACI, de l’anglais before/after-control/impact], voir le chapitre 4 pour plus de détails). Les sites d’étude où se trouvent des obstacles qui préviennent les déplacements des poissons entre les sites (p. ex., barrages, chutes, digues de castor) peuvent être une bonne solution de rechange, pourvu que l’obstacle ne perturbe pas l’habitat. Dans les zones libres, la sélection d’une espèce peu mobile améliore le niveau de confiance parce que les poissons ne se déplacent pas, mais accroît les influences potentielles de différences locales dans l’habitat. Une situation difficile à interpréter se présente lorsqu’il n’y a pas de différences statistiques entre les caractères méristiques des poissons et qu’il n’existe pas d’obstacle empêchant leurs déplacements. Dans ces cas, il est recommandé de désigner un indicateur d’exposition à l’effluent, qui peut être de nature chimique ou physiologique (p. ex., induction des enzymes hépatiques, signatures isotopiques stables) (Galloway et al., 2003; Dubé et al., 2006).

Si les poissons de la zone de référence et de la zone exposée montrent des différences significatives dans leurs caractéristiques, il est possible d’affirmer avec un degré de confiance élevé qu’ils ne se déplacent pas entre les zones. Même si des différences sont relevées, les variations des caractéristiques des poissons (p. ex., croissance, poids, condition) sont fonction d’un certain nombre de facteurs, qui ne sont pas tous reliés au rejet de l’effluent. La sélection des espèces de poissons appropriées pour le suivi, le moment de l’étude et l’équipement d’échantillonnage faciliteront également l’interprétation de toute différence décelée. Néanmoins, d’autres facteurs naturels et facteurs anthropiques peuvent avoir une influence sur les effets subis par les poissons et leurs tissus et susciter la confusion dans l’interprétation des données. L’exigence de confirmer les effets a été établie dans le but d’accroître le niveau de confiance, échelonné sur deux phases, que les effets sont bien liés à la mine.

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3.2.1.1 Échantillonnage de la zone exposée et de la zone de référence

La zone exposée doit être choisie de manière à assurer que les poissons prélevés ont été exposés à l’effluent. Dès lors, un premier échantillonnage est effectué pour déterminer quelles espèces sont présentes, ainsi que leur abondance relative. Ensuite, la zone de référence est choisie afin d’obtenir des poissons de la même espèce que ceux qui sont présents dans la zone exposée. L’échantillonnage au sein des différentes zones doit être effectué durant la même période, afin de minimiser les variations temporelles entre les sites. Le moment des échantillonnages dépendra de divers facteurs, comme la période de l’année, le stade de développement de la fonction reproductive, les différences potentielles d’habitat d’un site à l’autre (différences de température, etc.), mais il est recommandé, si c’est possible, que tous les échantillonnages soient effectués au cours de la même semaine. Si l’échantillonnage s’étend sur une plus longue période, les échantillons de poissons de référence doivent être prélevés avant et après le prélèvement d’échantillons de poissons exposés, afin de pouvoir faire une comparaison.

S’il y a des poissons dans la zone de référence, mais aucun dans la zone exposée où ils devraient résider (c.-à-d. que des poissons se trouvaient par le passé dans la zone d’échantillonnage), l’absence de poissons dans la zone exposée doit être signalée comme un effet. Un complément d’information sur le choix de la zone de référence est présenté au chapitre 2.

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3.2.1.2 Caractère adéquat de la zone de référence

Il est maintenant commun dans les programmes de recherche d’utiliser un grand nombre de zones de référence. Par exemple, au cours des trois premiers cycles de suivi pour le Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers, la tendance était d’utiliser un plus grand nombre de zones de référence. Des zones de référence multiples ont été utilisées avec succès dans 3 % des études dans le cycle 1, 9 % dans le cycle 2 et 25 % dans le cycle 3. L’utilisation de zones de référence additionnelles améliore la capacité d’évaluer les problèmes liés aux variations naturelles, à la pertinence écologique et aux facteurs de confusion, ainsi que la capacité d’évaluer le caractère adéquat de la zone de référence choisie. Les études reposant sur une approche par gradient et sur des zones de référence multiples sont statistiquement plus puissantes que les études dépendant d’une seule zone de référence.

Parmi les nouvelles approches, citons les approches fondées sur les conditions de référence (Bailey et al., 1998) et l’utilisation de zones de référence négatives (la zone exposée est utilisée comme zone de référence). Quoi qu’il en soit, l’existence de changements constants sur deux phases accroît le niveau de confiance à l’effet que les changements sont réels. Les études suivantes doivent évaluer le caractère adéquat des zones de référence, en particulier si des résultats concordants ne sont pas obtenus.

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3.2.2 Facteurs de confusion

Dans le cycle 2 du Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers, presque 90 % des études qui ont décelé des effets ont aussi conclu que des facteurs autres que les effluents des fabriques de pâtes et papiers étaient à l’origine de telles observations. Il existe des facteurs de confusion potentiels sur la plupart des sites, notamment d’autres exutoires, des modifications de l’habitat, des utilisations passées et la contamination, des affluents et des apports de sources diffuses. Le recours à des méthodes de rechange devrait être considéré dans le cas de situations fortement empreintes de confusion, mais il convient d’insister sur le fait qu’il est possible d’obtenir des résultats de terrain interprétables sur la plupart des sites si des ajustements sont apportés au plan d’étude. Compte tenu de la complexité de certaines situations, il est recommandé de recueillir autant de renseignements que possible afin d’être en mesure de démontrer que d’autres rejets ou sources de contaminants sont principalement responsables des changements observés ou de l’absence de changements observée. Si des changements sont notés et qu’ils sont considérés comme étant dus à des facteurs de confusion, les plans d’étude ultérieurs devraient avoir comme objectif d’éliminer les facteurs de confusion ou de déterminer leur importance.

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3.2.3 Rejets en milieu marin

Les mines de métaux qui rejettent leurs effluents dans la mer ou un estuaire peuvent être confrontées à certains problèmes et facteurs de confusion, et elles doivent en tenir compte quand elles mettent au point leur plan d’étude des poissons dans le cadre du Programme d’ESEE. Certains de ces problèmes comprennent :

• des difficultés à échantillonner certaines zones marines et estuariennes (p. ex., à cause des marées, des courants, d’un taux élevé de renouvellement d’eau, d’un habitat qui ne se prête pas à l’échantillonnage); il faudrait dans ce cas avoir recours à des méthodes de remplacement;
• l’existence de gradients de courant, de température et de salinité susceptibles d’influer sur les processus physiques et l’absorption de contaminants et d’entraîner des changements physiologiques dans les organismes;
• le choix de zones de référence plus difficile en milieu marin;
• selon leur stade biologique, les poissons peuvent utiliser différentes parcelles d’habitat à différentes périodes de l’année;
• la disponibilité des espèces peut être faible en milieu marin; dans de nombreux cas, des espèces résidantes de petite taille sont présentes, et il convient de les étudier. Il peut s’agir d’espèces à fraie fractionnée ou vivipares ou d’espèces pour lesquelles il existe peu d’information de référence; toutefois, cette situation ne devrait ni restreindre ni entraver l’utilisation de ces espèces, particulièrement si elles sont abondantes; l’hypothèse de base d’un Programme d’ESEE est qu’une communauté de poissons devrait être intacte, et que les espèces normalement abondantes devraient être présentes; une deuxième hypothèse de base est qu’une population de poissons qui présente un taux de croissance, un développement reproductif et une distribution des classes d’âges identiques à ceux des poissons vivant dans la zone de référence est considérée comme étant non affectée.

Il existe quelques solutions pouvant pallier ces difficultés, comme d’utiliser une espèce de remplacement, des bivalves en cage ou de réaliser une étude en mésocosme dans le cas de milieux où il y a des facteurs de confusion. Les nouvelles installations qui auront recueilli des informations sur l’état de référence avant de commencer à rejeter un effluent seront davantage en mesure d’évaluer l’effet de leur effluent sur le milieu récepteur en comparaison des facteurs de confusion.

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3.2.4 Données historiques

Les mines peuvent présenter des données historiques s’il existe déjà des données de suivi biologique qui permettent d’établir la présence d’effets sur les poissons et leurs tissus, ainsi que sur la communauté d’invertébrés benthiques. Les données historiques peuvent être utilisées pour élaborer la première ESEE. Voir le chapitre 13 pour obtenir un complément d’information sur les données historiques.

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3.3 Sélection des espèces de poissons sentinelles

La méthode recommandée pour mener à bien l’étude des poissons consiste à examiner des spécimens adultes de deux espèces de poissons relativement sédentaires qui ont été exposés à l’effluent pendant une longue période. Il est préférable d’utiliser des poissons sexuellement matures à cette fin, mais s’il n’y a pas d’individus matures, il est possible de concevoir un Programme d’ESEE en utilisant des mollusques ou des poissons juvéniles, bien qu’il ne sera pas possible d’analyser tous les mêmes critères d’effets. S’il y a des poissons sexuellement matures, au moins une des espèces choisies devrait être benthivore. Les facteurs les plus importants dans le choix des espèces pour le Programme d’ESEE sont l’exposition, l’abondance, la représentativité pour la zone à l’étude (Munkittrick et al., 2000; McMaster et al., 2002) et la sensibilité à l’effluent. La sélection de ces deux espèces devrait tenir compte des espèces utilisées pour les ESEE précédentes réalisées sur le site (s’il y a lieu). La préférence devrait être accordée :

• aux espèces de poissons résidantes (non migratrices) identifiées lors de la caractérisation du site;
• aux mâles et aux femelles sexuellement matures qui sont abondants dans la zone exposée et dans la zone de référence;
• aux espèces pour lesquelles des permis de pêche ou des permis d’échantillonnage peuvent être obtenus;
• et aux espèces les plus exposées à l’effluent.

Sur certains sites, il se peut que le choix d’espèces potentielles pour l’étude de suivi soit limité. Il sera souvent nécessaire d’obtenir l’avis d’un biologiste des pêches qui connaît bien les espèces de poissons présentes dans la zone d’étude. Plus de 60 espèces ont été utilisées comme sentinelles dans les Programmes d’ESEE pour les fabriques de pâtes et papiers et les mines de métaux jusqu’à aujourd’hui. Les mines et leurs experts-conseils sont encouragés à communiquer avec les organismes gouvernementaux des paliers régional, fédéral et provincial pour obtenir de l’information sur les pêches et d’autres conseils.

Certains milieux récepteurs n’abritent pas un nombre de poissons adéquat pour l’échantillonnage. Dans les situations où il a été déterminé qu’une étude létale des poissons nuirait aux ressources halieutiques, des techniques d’échantillonnage non létales peuvent être employées. Dans les milieux qui n’abritent pas un nombre de poissons adéquat pour constituer la taille d’échantillons recommandée ou deux espèces de poissons adéquates pour le suivi, les options suivantes peuvent être considérées, en ordre de préférence :

• des poissons sexuellement matures d’une espèce donnée et des poissons sexuellement immatures d’une autre espèce;
• des poissons sexuellement immatures de deux espèces données;
• des poissons sexuellement matures d’une espèce donnée;
• ou des poissons sexuellement immatures d’une espèce donnée.

La mine devrait considérer modifier son plan d’étude (p. ex., espèces, méthodes de prélèvement) si les résultats de la phase précédente indiquent que les caractéristiques des poissons laissent supposer que l’espèce est de longue durée de vie (> 30 ans); qu’il était impossible de mesurer tous les paramètres d’étude des poissons (p. ex., âge, poids du foie et des gonades); que les individus ont été prélevés en nombre insuffisant; et que la variabilité était telle que le nombre de poissons requis pour les études suivantes selon l’analyse de puissance était excessif et qu’il n’était pas possible de le réduire par l’utilisation de méthodes d’échantillonnage sélectif. Si les espèces de poissons présentes sur un site sont également présentes dans la zone la plus exposée à l’effluent (zone rapprochée), mais seulement à certains moments de l’année ou durant certains stades de leur cycle de vie, le stade de vie et la période d’échantillonnage devraient être choisis de façon à maximiser l’exposition à l’effluent.

La sélection des espèces de poissons peut s’avérer difficile lorsque plusieurs objectifs doivent être poursuivis par un seul plan d’étude. Des préoccupations de contamination des ressources halieutiques destinées à l’alimentation humaine orientent le plan d’étude vers l’échantillonnage d’une espèce de longue durée de vie (l’accumulation de contaminants se fait sur une plus longue période), piscivore (la bioamplification est plus élevée) et de maturité tardive (il y a une plus grande concentration de contaminants), préférablement de mâles ou d'espèces qui ne frayent pas tous les ans (de façon que l’élimination des contaminants par la ponte soit réduite), et d’espèces comestibles importantes localement. Pour améliorer la sensibilité de détection d’incidences environnementales, il est préférable que les espèces soient benthiques (parce qu’en général, elles se déplaceront moins), ne présentent pas un intérêt commercial ou récréatif (parce que cela embrouille la détermination de la cause), arrivent rapidement à maturité, investissent beaucoup d’énergie dans la reproduction (de sorte que leurs besoins énergétiques sont élevés) et ont une courte durée de vie (de sorte que les impacts sont récents). De plus, l’accent devrait être mis sur le prélèvement de femelles (les incidences environnementales sur les femelles ovipares sont souvent plus graves).

Un certain nombre d’autres facteurs doivent être considérés lors de la sélection d’une espèce sentinelle (voir Munkittrick et McMaster, 2000; Munkittrick et al., 2000), y compris la confirmation que l’espèce joue un rôle actif dans le réseau alimentaire local. D’autres caractéristiques du cycle de vie, comme la période de la fraie et de la migration, doivent être évaluées à chaque site, car l’interaction du site de rejet de l’effluent, des frayères et des changements saisonniers dans le débit et la dilution peut influer sur les résultats et avoir un impact potentiel sur la sensibilité du programme de suivi.

Des facteurs clés à considérer dans le choix d’une espèce sont sa mobilité et son temps de séjour (ce qui détermine son exposition à l’effluent). Il est préférable de choisir des poissons qui habitent dans le système aquatique étudié pendant la totalité ou la majeure partie de leur cycle de vie et qui ont un comportement territorial ou une mobilité limitée à la zone d'étude, car les réponses observées chez ces espèces reflètent bien les caractéristiques propres à leur milieu. Les espèces migratrices ou qui ne passent qu'une petite partie de leur cycle de vie dans le système étudié (p. ex., les salmonidés anadromes et quelques poissons marins) ne conviennent pas, car l’exposition à l’effluent est minime ou passagère et difficile à établir. Cela est vrai également pour les espèces très mobiles, susceptibles d’entrer et de sortir de la zone exposée à l’effluent. Dans certains cas, il peut être possible de choisir des espèces plus mobiles (p. ex., les Ménominis de montagnes) (Swanson, 1993) lorsque les caractéristiques locales du système (p. ex., les barrages, les obstacles naturels et les changements dans l’habitat) limitent efficacement leurs déplacements. De façon générale, plus une espèce risque d'être exposée à l’effluent, plus grande est sa valeur comme espèce de suivi.

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3.3.1 Étude de la communauté

Si une mine est nouvelle, ou s’il n’existe aucune donnée historique sur une mine déjà en exploitation, une étude de la communauté des poissons devrait être réalisée pour aider la sélection des espèces de poissons sentinelles. Les études de la communauté de poissons permettent d’évaluer si la diversité et l’abondance des espèces présentes diffèrent d’une zone à l’autre.

Un changement s’est produit dans une communauté de poissons lorsque des espèces qui devraient être abondantes, d’après les prélèvements effectués dans les zones de référence, ne sont pas présentes aux environs du point de rejet de l’effluent. Si la zone exposée n’abrite pas une ou plusieurs des espèces abondantes observées dans la zone de référence, il faudrait déterminer l’étendue géographique de cette absence. Si la composition de la communauté de poissons a changé à cause de la présence d’un effluent, il est fort probable qu’il y aura également des changements mesurables dans les populations de poissons restantes. Ces changements devraient être documentés dans les résultats du Programme d’ESEE, car ils pourraient servir à déterminer si d’autres espèces de poissons sont en danger de disparition dans la zone exposée.

Les communautés de poissons comportent souvent un certain nombre d’espèces qui sont peu abondantes pour diverses raisons, souvent sans rapport avec la présence d’un effluent de mine. Dans la mesure du possible, il est préférable d’utiliser des techniques non létales (p. ex., pêche à l’électricité) pour l’étude de la communauté, et l’échantillonnage sur le terrain devrait être conçu de façon à limiter la mortalité des espèces existantes.

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3.3.2 Poissons immatures

La méthode recommandée pour réaliser l’étude des poissons est de surveiller les adultes (poissons sexuellement matures) de deux espèces relativement sédentaires qui ont été exposées à l’effluent sur une longue période. Il peut toutefois se présenter des situations où aucun poisson adulte ne peut être prélevé dans un milieu récepteur. Par exemple, certaines zones peuvent ne pas être fréquentées par les adultes, mais elles constituent des aires d’alevinage pour leurs juvéniles. Si des poissons sexuellement matures ne résident pas dans la zone exposée à l’effluent, l’utilisation de juvéniles peut être considérée. Lorsque des poissons sexuellement immatures sont utilisés, le développement de la fonction reproductive ne peut pas être mesuré directement. Il est possible toutefois d’utiliser l’abondance relative des jeunes de l’année en cours comme une mesure du succès de la reproduction.

Les mesures pertinentes pour les poissons juvéniles seraient semblables à celles pour les poissons matures, sauf pour les mesures des gonades : croissance (longueur, poids ou poids selon l’âge, dans la mesure du possible), condition (relation entre la longueur et le poids du corps), poids du foie selon le poids du corps, abondance (survie des jeunes de l’année, composition en pourcentage des classes d’âges) et difformités associées à l’exposition à des effluents, comme la fusion des vertèbres et le tassement vertébral, la courbure rachidienne y compris la lordose et la scoliose, l’érosion des nageoires, et enfin la croissance des juvéniles exposés à l’effluent en comparaison de celle des juvéniles de la zone de référence. Les méthodes de prélèvement des poissons juvéniles sont bien établies, et il est possible de déterminer l’âge de plusieurs d’entre eux (p. ex., Secor et al., 1995).

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3.3.3 Poissons de petite taille

La tendance croissante à l’utilisation d’espèces de poissons proies de petite taille (Munkittrick et al., 2002) se fait de plus en plus marquée. En fait, leur utilisation est passée de 10 % dans les études du cycle 1 des pâtes et papiers, à 26 % dans celles du cycle 2 et à 34 % dans les études du cycle 3. Un poisson de petite taille peut être défini comme étant un poisson mesurant au maximum 150 mm. L’utilisation des poissons de petite taille comporte plusieurs avantages et désavantages. Les espèces de poissons de petite taille sont en général plus abondantes, faciles à capturer et sédentaires que les espèces de grande taille. Il a également été démontré que les poissons de petite taille sont plus sensibles aux modifications de l’environnement, comme le pH (Shuter, 1990). En outre, l’étendue de leur domaine vital présente une corrélation positive avec leur taille (Minns, 1995), et de nombreuses espèces de petite taille intègrent très bien les conditions locales.

Par contre, l’utilisation de poissons de petite taille requiert de les mesurer soigneusement et de les peser à l’aide d’une balance analytique plus sensible. Il faut également considérer qu’ils sont plus sensibles aux différences de microhabitat parce qu’ils intègrent facilement les conditions de l’habitat local. Ils sont aussi plus sensibles aux différences liées aux moments de l’échantillonnage (voir la section 3.5).

En outre, la durée de vie des poissons de petite taille est souvent courte. Si des espèces de poissons de petite taille sont choisies pour l’une ou les deux espèces de poissons, il faudrait prélever 20 individus immatures (des classes d’âge 0+ et 1+) additionnels pour faciliter l’analyse de la taille selon l’âge (croissance). De plus, puisque la durée de vie d’une espèce de petite taille pourrait ne pas dépasser trois ou quatre ans, les classes d’âges 0+ et 1+ représenteront une portion significative de la population (p. ex., chez le Chabot visqueux [Cottus cognatus], les classes d’âges 0+ et 1+ représentent jusqu’à 50 % à 70 % de la population). Cette mesure de la proportion d’un échantillon composée de jeunes poissons de l’année est une mesure de remplacement du succès de la reproduction (Gray et al., 2002).

Il y a aussi d’autres considérations en jeu. Le cycle de vie, la biologie et les caractéristiques de reproduction de certaines espèces de poissons de petite taille étant inconnus, il est difficile d’établir quels sont les meilleurs sites, le meilleur moment et les meilleures méthodes d’échantillonnage. Certaines de ces espèces comptent des reproducteurs à pontes multiples, ce qui signifie qu’il est difficile d’estimer l’effort de reproduction à partir d’un seul échantillon, car les tissus reproducteurs peuvent se renouveler presque entièrement entre chaque ponte (c.-à-d. que la majeure partie de la masse d’ovules dans l’ovaire est évacuée lors de la ponte et ce n’est que par la suite qu’une nouvelle masse d’ovules matures se développe). En général, l’ovaire contient des œufs appartenant à deux classes de tailles ou plus, et la période de fraie peut s’étendre sur plusieurs semaines à plus d’un mois. Ainsi, le nombre de pontes pendant la saison de fraie devient le principal indicateur de l’activité reproductrice, et l’estimation de ce paramètre est difficile sur le terrain, même en cas d’échantillonnage fréquent. Il est également difficile d’évaluer la signification des changements dans la production d’œufs chez les géniteurs à fraies multiples s’ils montrent une reproduction normale lors des premières pontes.

L’identification des espèces de poissons de plus petite taille devrait être vérifiée, en particulier dans le cas des Cyprinidés, qui peuvent paraître très semblables en l’absence d’un examen plus approfondi. Parmi les ouvrages utiles à cette fin, citons : Scott, 1967; Scott et Crossman, 1974; Roberts, 1988; Nelson et Paetz, 1992; Jenkins et Burkhead, 1993; Coad et al., 1995. La pesée des petits organes de ces poissons nécessite une balance très sensible. Il peut être nécessaire d’utiliser un microscope à dissection pour enlever les organes sans les endommager et pour éviter de fausser les résultats en raison de la présence de tissus étrangers ou d’eau. Il est recommandé d’effectuer la dissection sur des poissons frais, prélevés récemment, car il est alors plus facile d’identifier les tissus et de séparer le foie et les gonades du tissu des intestins. La dissection de spécimens congelés de petite taille peut s’avérer difficile et provoquer des erreurs dans la mesure des organes. La préservation dans une solution aqueuse de formaldéhyde peut donner des résultats adéquats, mais il faut prendre soin de traiter les poissons provenant de la zone exposée et ceux provenant de la zone de référence de la même manière (p. ex., la durée d’entreposage), afin de minimiser la distorsion résultant de la préservation.

La mesure de la fécondité et du poids des œufs exige une attention particulière. Chez nombre d’espèces de petite taille, les œufs sont peu nombreux, mais de grande taille. Il est beaucoup plus facile d’évaluer la fécondité et le poids des œufs à un moment se rapprochant de celui de la fraie. Le moment de l’échantillonnage dépendra également de la résidence, et il faudra donc optimiser ces deux facteurs. Enfin, il importe de conserver la gonade dans son intégrité et d’effectuer le décompte des œufs à l’aide d’un microscope à dissection.

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3.3.4 Espèces vivipares

Les espèces de poissons vivipares ne sont pas communes dans les milieux récepteurs d’eau douce au Canada, mais si elles sont utilisées, il faut leur accorder une attention particulière lors de la mesure des paramètres de la reproduction. Des espèces vivipares ont été utilisées avec succès pour évaluer les impacts des effluents de fabriques de pâtes et papiers en Suède (Larsson et al., 2000, 2002; Larsson et Forlin, 2002). Pour estimer la fécondité, il faut prélever les gonades et faire le dénombrement des embryons vivants et des embryons morts. En outre, pour que l’échantillonnage soit optimal, il faut disposer de données préliminaires sur le moment de la fraie et le développement des gonades.

3.4 Indicateurs d’effets

Les indicateurs d’effets utilisés dans les divers types de plans d’étude des poissons sont présentés au tableau 3-3. Pour une analyse plus détaillée de ces questions, consulter l’étude de Munkittrick et al. (2009), dans laquelle les auteurs réitèrent l’objectif initial du Programme d’ESEE et établissent pourquoi les indicateurs d’effets actuels d’ESEE sont utilisés plutôt que d’autres paramètres de suivi. Munkittrick et al. (2009) se penchent également sur l’influence des variations naturelles (c.-à-d., la tendance des valeurs des paramètres à changer d’une année à l’autre ou potentiellement d’un site à l’autre), l’adaptation génétique et quatre importants problèmes de conception statistique (sélection des sites, pseudorépétition, analyse de puissance et préoccupations soulevées par le nombre de comparaisons effectuées).

Le Programme d’ESEE met l’accent sur les paramètres mesurables chez des groupes d’individus pour plusieurs raisons, entre autres :

• l’approche offre un compromis entre, d’une part, la sensibilité et la réversibilité d’approches biochimiques et, d’autre part, la pertinence des paramètres établis au niveau de la communauté;
• le suivi de la communauté ne révèlera pas la présence d’effets réversibles et importants au niveau des populations;
• puisque des changements dans la croissance, la reproduction, la condition ou la survie des poissons mettent ceux-ci en péril, l’évaluation de ces paramètres mesurables au niveau des populations permet de respecter l’objectif global de la Loi sur les pêches, qui est la protection des ressources halieutiques;
• il est important de connaître ce niveau de risque pour la gestion des écosystèmes.

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3.4.1 Échantillonnage létal

Pour savoir si l’effluent a entraîné des changements chez les poissons, il faut examiner les effets sur leur croissance, leur reproduction, leur condition et leur survie. Il est recommandé, pour l’étude des poissons, que des indicateurs clés soient mesurés chez les adultes (mâles et femelles) de deux espèces de poissons. Le niveau de précision des mesures est indiqué au tableau 3-1. L’intention est d’obtenir des estimations de la distribution des âges ou des longueurs, de la mesure dans laquelle les poissons utilisent l’énergie disponible à des fins de croissance et de reproduction, ainsi que de la quantité d’énergie mise en réserve. Le nombre d’échantillons requis peut être calculé à l’aide d’une équation statistique comprenant l’écart-type (ET) de la taille des gonades pour l’espèce et le site (provenant d’échantillons antérieurs) et un seuil critique de l’effet (SCE) de 25 % (voir la section 3.7.1). Lorsque les données sont insuffisantes pour calculer la taille de l’échantillon par une analyse de puissance, la taille minimale de l’échantillon recommandée pour une étude des poissons par échantillonnage létal est de 20 mâles et 20 femelles, sexuellement matures, de deux espèces de poissons, pour chacun des sites d’échantillonnage. Une taille d’échantillon de 20 individus de chaque sexe est utilisée pour l’échantillonnage létal, parce que l’utilisation d’un nombre plus élevé entraîne peu de changements dans les limites de confiance à 95 %. Par exemple, Munkittrick (1992) a établi que, dans le cas du Meunier noir (Catostomus commersonii), une taille d’échantillon supérieure à 16 individus améliorait peu la précision des estimations de la variance.

Lorsqu’il existe des renseignements antérieurs, ils devraient servir à calculer la taille adéquate de l’échantillon avant de faire l’étude des poissons. Il est important également d’examiner la taille de l’échantillon et la variabilité au début de l’étape de conception de l’étude, de sorte à pouvoir modifier le plan d’étude si les estimations de la variabilité sont si élevées que l’étude n’atteindra pas un niveau de puissance adéquat. Le plus grand avantage dans l’étude des poissons provient de la réduction de la variabilité. Lorsque la variabilité est élevée au point que les tailles des échantillons ne sont pas justifiables du point de vue écologique et économique, la première considération devrait être de reprendre la conception de l’étude pour a) réduire la variabilité, b) choisir des espèces de remplacement qui seraient moins variables ou c) considérer une méthode de rechange.

Il est fortement recommandé d’examiner les poissons échantillonnés et d’en déterminer le sexe immédiatement sur le terrain afin d’assurer que le rapport des sexes des poissons prélevés soit égal. La détermination ultérieure en laboratoire du sexe d’échantillons congelés peut révéler un rapport asymétrique des sexes, alors que le rapport des sexes des poissons prélevés sur le terrain devrait être égal.

Il est important d’identifier les poissons immatures (qui ne sont pas en état de frayer) de sorte qu’ils puissent être exclus de l’analyse statistique. Chez les poissons, le développement des gonades n’est pas uniforme dans trois cas, notamment : a) les espèces à pontes multiples chez lesquelles la fraie n’est pas synchronisée, b) les espèces à pontes multiples chez lesquelles l’âge ou la taille des individus déterminent le nombre de pontes par année et c) les populations nordiques de poissons qui peuvent ne pas accumuler des réserves d’énergie suffisantes pour frayer tous les ans. Dans tous ces cas, les poissons doivent être analysés en groupes, et des comparaisons doivent être faites entre les poissons qui vont frayer, et d’autres comparaisons, entre ceux qui ne vont pas frayer. Il est également possible d’analyser la proportion de poissons dans chaque catégorie. Dans les situations où il existe deux groupes ou plus avant l’échantillonnage, il peut être possible, lors de l’échantillonnage, de diviser les poissons en catégories selon leur condition ou leur taille.

Le Programme d’ESEE étant itératif, il n’est pas nécessaire d’effectuer une évaluation complète des populations de poissons à partir d’un seul échantillon. Les mesures sont destinées à servir de substituts pour permettre d’effectuer une évaluation sur plusieurs phases. Tout effet dans l'étude des poissons doit être confirmé au cours d’une phase ultérieure et évalué par rapport aux SCE avant que l’étude ne progresse (le SCE est abordé dans le chapitre 1). Bien que les mesures indiquées ci-dessous soient les mesures requises, il peut s’avérer nécessaire d’en fournir d’autres, en raison de problèmes propres au site ou à une espèce.

* Si la nageoire caudale est fourchue, mesurer la longueur à la fourche (de l’extrémité de la partie antérieure jusqu’à la fourche de la nageoire caudale). Autrement, mesurer la longueur totale et indiquer le mode de mesure de la longueur utilisé pour chaque espèce. Si une usure prononcée de la nageoire est observée, il faut mesurer la longueur standard.

** La fécondité peut être déterminée en divisant le poids total des ovaires par le poids individuel des œufs, qui peut être estimé en comptant le nombre d’œufs dans un sous-échantillon d’au moins 100 œufs.

*** Pour les poissons de petite taille, l’utilisation d’une balance à au moins trois décimales est recommandée.

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3.4.1.1 Survie

L’âge moyen vise à donner une évaluation des âges dans la population exposée et la population de référence. Si des engins sélectifs de taille, comme des filets maillants, sont utilisés et qu’il existe une différence significative entre les âges moyens des poissons échantillonnés aux deux sites avec des engins identiques, cette différence indique qu’il est nécessaire d’effectuer, lors de phases ultérieures, d’autres études sur la population de poissons et sur la raison de cette différence d’âges. Il est possible d’obtenir plus d’informations à l’aide de graphiques de distribution des âges ou des tailles, en autant que la taille de l’échantillon soit adéquate. En outre, comme de nombreuses espèces de poissons ont une courte durée de vie (moins de quatre ans), il peut s’avérer nécessaire de prélever des poissons immatures et des juvéniles pour être en mesure d’effectuer une évaluation appropriée de cet indicateur d’effet. Il est également très difficile d’obtenir une différence de 25 % dans les âges lorsque les espèces ont une courte durée de vie; il peut être possible de substituer une différence de 25 % dans la taille moyenne (longueur) comme substitut de l’âge dans ces cas.

Une liste des structures pour la détermination de l’âge convenant à diverses espèces sentinelles est présentée au tableau 3-2. En outre, il existe de nombreux ouvrages sur les méthodes de détermination de l’âge (p. ex., Mackay et al., 1990) qu’il est possible de consulter. Les méthodes employées pour la détermination de l’âge doivent être les mêmes pour chaque zone d'échantillonnage ainsi que d’une phase à l’autre. Il faut également se conformer aux modalités d’assurance et de contrôle de la qualité (AQ/CQ) appropriées (p. ex., confirmation par une autre personne). Il est recommandé de conserver toutes les structures ayant servi à déterminer l’âge pour référence ultérieure. S’il est impossible de déterminer l’âge de façon certaine ou à un coût raisonnable, la distribution de fréquences des tailles peut permettre de l’estimer. Cette méthode peut s’avérer particulièrement utile dans les cas de l’échantillonnage d’espèces de petite taille ou d’un échantillonnage non létal. Il serait en outre possible de confirmer les distributions de fréquences des tailles en déterminant l’âge de sous-échantillons représentatifs de chaque classe de taille. Pour de plus amples renseignements sur la distribution de fréquences des tailles, veuillez consulter Nielsen et Johnson (1983).

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3.4.1.2 Utilisation d’énergie (croissance et reproduction)

Les mesures de la croissance et de la reproduction permettent d’évaluer la capacité des poissons d’utiliser la nourriture à leur disposition. La croissance s’entend du changement de taille (poids ou longueur) en fonction du temps ou de l’âge. Dans le cas de la croissance, il peut être utile de recueillir de l’information sur d’autres classes d’âges, afin de savoir s’il se produit des changements dans la croissance des premiers stades du cycle de vie. Cette information sera utile lors de la détermination de l’ampleur de l’effet. Lors des phases suivantes, l’accent devrait être mis sur la confirmation des changements décelés et l’examen de la pertinence des changements pour d’autres classes de tailles et espèces.

La reproduction est évaluée en termes d’effort reproductif, au moyen de mesures de la fécondité, du poids des œufs ou du poids des gonades par rapport à la taille. La reproduction peut être la mesure la plus sensible chez les poissons résidants. Des changements dans l’allocation d’énergie à la reproduction peuvent apparaître en moins d’un an, car les tissus reproducteurs se renouvellent généralement chaque année. La fécondité et le poids des gonades doivent être mesurés à un moment approprié, soit lorsque les tissus reproducteurs sont bien développés. Des changements confirmés dans le poids des gonades pourraient nécessiter la réalisation de travaux additionnels pour en déterminer l’ampleur, notamment si l’on soupçonne que ces changements peuvent varier dans le temps (pour les reproducteurs à pontes multiples) ou se retrouver chez d’autres espèces présentes dans le même milieu.

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3.4.1.3 Accumulation d’énergie (condition)

Les mesures des réserves d’énergie fournissent des renseignements importants sur la disponibilité et la qualité de la nourriture dont disposent les poissons. Le Programme d’ESEE utilise la condition (relation entre la longueur et le poids) et la taille du foie comme indicateurs des réserves d’énergie. Comme dans le cas d’autres indicateurs, la cohérence des résultats obtenus pour les différents indicateurs est importante. Le poids du foie peut augmenter pour diverses raisons, telles que le stockage de lipides et de glycogène, mais aussi en raison d’un accroissement de l’activité de détoxication.

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3.4.1.4 Anomalies

Durant l’étude des poissons, il faut aussi réaliser un examen visuel des poissons afin de déceler la présence d’anomalies externes et internes, telles que des déformations au niveau du corps, des nageoires, des yeux, la présence de lésions, de tumeurs, de néoplasmes, de cicatrices ou d’autres anomalies, telles que des nageoires érodées, effilochées ou hémorragiques, de lésions internes, d’excroissances anormales, de parasites et d’autres observations inhabituelles. Il est également recommandé de prévoir un champ sur la feuille d’enregistrement des données pour consigner d’autres observations importantes. La photographie peut être un outil précieux pour documenter les anomalies évidentes observées sur les poissons capturés.

Il est recommandé d’intégrer sur la feuille d’enregistrement des données un croquis grossier des espèces échantillonnées en vue d’y localiser, le cas échéant, les anomalies externes détectées. Ces informations pourront être utilisées ultérieurement si des différences significatives existent entre la zone de référence et la zone exposée.

Un complément d’information sur l’anatomie des poissons se trouve dans des manuels de biologie générale des poissons. Des instructions pour la description de tumeurs peuvent être trouvées (en anglais seulement) sur http://www.glfc.org/tumor/tumor1.htm (J.J. Black, Gross Signs of Tumors in Great Lakes Fish: A Manual for Field Biologists) ou encore dans C. Uhland et al., Les maladies des poissons d’eau douce du Québec – Guide de diagnostic.

* Critères d’effets des études des poissons utilisés pour établir la présence ou non d’effet, un effet étant défini comme une différence statistiquement significative entre les données des zones exposées et celles des zones de référence. Des critères d’appui peuvent aussi être utilisés pour appuyer les analyses.

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3.4.2 Échantillonnage non létal

Ce type d’échantillonnage ne doit être utilisé que dans des situations où cela est justifié, c'est-à-dire lorsqu’il existe une préoccupation réelle au sujet des répercussions potentielles de l'échantillonnage sur les populations de poissons composées de peu d’individus. L’échantillonnage létal des adultes est privilégié dans la mesure du possible, bien que les renseignements qui sont obtenus à partir d’échantillons non létaux lorsqu’un grand nombre de poissons sont prélevés au cours de l’échantillonnage puissent être également précieux. Les indicateurs utilisés pour l’échantillonnage non létal sont présentés au tableau 3-3, et les renseignements supplémentaires sur l’analyse statistique pour l'échantillonnage non létal se trouvent au chapitre 8.

Si la seule option pour une installation est de réaliser un échantillonnage non létal de poissons pour évaluer les effets sur la population de poissons d’un effluent, il est recommandé de prélever un minimum de 100 poissons plus âgés que les jeunes de l'année à chaque site d'étude. Il faut également conserver et échantillonner (mesurer) les jeunes de l'année obtenus pendant la collecte des 100 poissons plus âgés. Les jeunes de l’année peuvent généralement être séparés des autres groupes en fonction de leur taille; toutefois, cela ne sera peut-être pas possible pour les espèces ayant des périodes de fraie prolongées. La proportion des poissons qui sont des jeunes de l'année doit être estimée à partir des 100 premiers poissons recueillis. Si l’abondance des jeunes de l’année est extrêmement élevée (plus de 80 à 90 %), l’échantillonnage doit se poursuivre jusqu’à ce que 100 poissons autres que des jeunes de l’année aient été capturés afin de calculer la distribution de fréquences des tailles des poissons plus âgés. La collecte des poissons supplémentaires autres que des jeunes de l'année permet de mieux caractériser les groupes de poissons plus âgés. Les poissons plus âgés que les jeunes de l’année recueillis doivent représenter la gamme complète des tailles de poissons et ils doivent être représentatifs de la population (matures et immatures). Les tailles d'échantillon recommandées pour chaque site donneront une bonne idée de la répartition de la population entre les différentes classes de longueurs-poids. De même, lorsqu’on examine les différences entre l’abondance relative des jeunes poissons par rapport aux poissons matures, on obtient une assez bonne résolution (Gray et al., 2002).

Dans la mesure du possible, l’échantillonnage doit être effectué lorsque les jeunes de l'année ont une taille exploitable avec les engins de pêche utilisés. De plus, il faut utiliser les mêmes engins d’échantillonnage dans les zones d’exposition et de référence; s’il n’est pas possible d’utiliser les mêmes engins dans ces différentes zones ou s’il faut utiliser plusieurs engins, alors les distributions de fréquences des tailles dans un site doivent être comparées d’un engin à l’autre. S’il y a des différences de tailles entre les poissons recueillis avec des engins différents, les comparaisons entre les sites doivent se limiter au type d’engin. Les techniques d'échantillonnage et les efforts connexes doivent être identiques dans toutes les zones d’échantillonnage. Il faut éviter la mise en commun des données provenant de diverses techniques d’échantillonnage, et toutes les méthodes utilisées doivent être déclarées. Si plus d’un type d’engin est utilisé, il faut consigner les poissons attrapés par chaque méthode, et toute mise en commun de données doit être clairement décrite. Il faut mesurer la longueur (± 1 mm) et le poids (± 0,01 g) (Gray et Munkittrick, 2005) des poissons, les examiner afin de déceler la présence d’anomalies externes et déterminer leur sexe au moyen d’une méthode de détermination externe, si possible. Tous les poissons doivent ensuite être rejetés à l’eau. Dans la mesure du possible, un petit nombre de poissons plus grands devraient être sacrifiés afin de vérifier l’âge des individus plus âgés. Si on n’utilise que des adultes, il faudrait effectuer l'échantillonnage en priorité avant la saison de la fraie ou au début de celle-ci (se reporter aux conseils relatifs aux périodes d’échantillonnage privilégiées au tableau 3-5). Cependant, s’il faut recueillir des jeunes de l’année, il vaudrait mieux attendre à la fin de l’automne, puisqu’il sera plus facile de mesurer ces jeunes pour la plupart des espèces. L’échantillonnage des jeunes de l’année en automne sera beaucoup plus difficile si les poissons ne sont pas des reproducteurs synchrones uniques du printemps, étant donné que les distributions de fréquences des tailles des jeunes de l’année seront plus étendues.

Un grand nombre de zones peuvent généralement faire l’objet d'un échantillonnage pour la réalisation d’une étude non létale, et la mine est encouragée à échantillonner plusieurs sites d’exposition et de référence. Les programmes qui échantillonnent des adultes et des jeunes de l'année permettront une évaluation maximale des indicateurs d’effets.

Le choix des espèces pour l’échantillonnage non létal peut être difficile, et il sera souvent fondé sur la disponibilité. Lorsqu’il y a du choix, un reproducteur synchrone du printemps offrira le plus d’avantages en matière de différenciation des jeunes de l'année des autres classes d’âges. La différenciation des classes d’âges peut aussi être influencée par la longévité de l’espèce. Une espèce annuelle telle que la Capucette ne présente qu’une classe d’âge, ce qui élimine le besoin de différencier les classes d’âge. Une espèce ayant une courte durée de vie (deux à trois ans), une croissance rapide et des groupes d’âges qui se distinguent aisément présente aussi des avantages. Cependant, ces espèces ne sont pas toujours disponibles. 

Lorsqu’il est possible de choisir parmi plusieurs espèces, il est recommandé de recueillir des échantillons initiaux et de comparer les espèces selon la capacité à distinguer les jeunes de l’année et les groupes d’âges.

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3.4.2.1 Survie (distributions de fréquences des tailles)

L’utilisation de renseignements relatifs à l’âge de nombreuses espèces de poissons ayant une courte durée de vie comporte des défis. Si un poisson vit pendant deux ou trois ans, il ne sera pas possible de mesurer une différence de 25 % de l'âge moyen. Si les structures prélevées de façon non létale pour la détermination de l’âge n’ont pas été validées pour l’espèce sentinelle en cours d’utilisation, alors la distribution de fréquences des tailles doit être examinée comme remplacement pour les différences d'âges.

La distribution de fréquences des tailles doit être comparée entre les zones d’exposition et de référence au moyen du test de Kolmogorov-Smirnov, bien que ce test soit peu sensible. Les comparaisons des tailles doivent examiner les distributions de fréquence pour les jeunes de l’année de façon séparée, pour les deux mesures de taille combinées. Si des différences sont décelées, les phases ultérieures devront être axées sur la compréhension de cette différence et des causes éventuelles. Lorsque cela est possible, la vérification des âges des poissons plus grands et des jeunes de l'année peut s'avérer utile.

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3.4.2.2 Utilisation d'énergie

Il devrait être possible, à la plupart des sites, d'obtenir des estimations de la croissance et de la reproduction à l’aide de méthodes non létales. D’une part, la croissance peut être évaluée d'après la taille des jeunes de l'année au terme de la saison de croissance et d'après la taille des poissons d’âge 1+. De plus, une comparaison de la taille des jeunes poissons de l'année entre les sites constitue un bon indicateur de croissance, car il s'agit d’un indicateur direct, par rapport à la comparaison de la taille selon l’âge, qui est indirect. Les jeunes de l’année sont utilisés, parce que leur croissance est en totalité attribuable aux conditions environnementales depuis la période de fraie, et que la croissance n’est pas compliquée par l’énergie consacrée au développement de la fonction de reproduction. Les différences de périodes de fraie entre les sites seront intégrées à cette analyse. Il est aussi possible d'obtenir une estimation de la croissance en suivant, en fonction du temps, les changements dans les distributions de fréquences des tailles (p. ex., reprendre des mesures à tous les deux mois aux mêmes sites) ou de la taille moyenne (cela nécessiterait un deuxième échantillonnage pour les déterminer). Si l'espèce de poisson choisie est sexuellement dimorphe en apparence, il est possible d'examiner s’il existe des différences propres au sexe dans le taux de croissance.

La reproduction peut être évaluée en examinant l’abondance relative des classes d’âges les unes par rapport aux autres ou celle des jeunes de l’année par rapport au reste de la population (Gray et al., 2002) ou d’après la survie des jeunes de l'année, ce qui nécessite deux périodes d’échantillonnage. Une distribution de fréquences de longueurs peut être utilisée à défaut d’avoir une distribution de fréquences d’âges. En outre, une analyse des fréquences de tailles peut servir à examiner les distributions des tailles et les distributions des coefficients de condition (calculés à l’aide des données sur la longueur et le poids), et à inférer les distributions des âges et les données sur les tailles en fonction de l’âge (si l’âge peut être obtenu) (Gray et al., 2002). Dans la mesure du possible, il est recommandé de recueillir les structures pour la détermination de l’âge sur des sous-échantillons de chaque classe d’âges, au cas où l’âge devrait être vérifié (comme à la section 3.4.1.1, l’utilité des renseignements portant sur l’âge est moindre dans les situations où l’espèce a une courte durée de vie). Chez le Chabot visqueux, la croissance rapide des jeunes poissons de l’année au printemps peut entraîner un chevauchement de cette classe d’âge avec la suivante (1+), ce qui rend leur différenciation difficile (Gray et al., 2002). La capacité de distinguer les jeunes de l’année dépendra de la durée de la saison de fraie et de la durée s’écoulant entre la période de fraie et la période d'échantillonnage. La solution la plus facile réside peut-être (pour les espèces se reproduisant au printemps et au début de l'été) dans l’examen des distributions de fréquences des longueurs en utilisant des données de la fin de l’été et du début de l’automne, lorsque les jeunes de l'année sont les plus faciles à distinguer. Afin d'évaluer les différences d’abondance relative des jeunes de l’année entre la zone d’exposition et la zone de référence, un test de Kolmogorov-Smirnov peut être effectué sur la distribution de fréquences des longueurs avec et sans l’inclusion des jeunes de l'année. Si l’inclusion des jeunes de l'année modifie l'interprétation de la différence (c’est-à-dire qu’elle est significative lorsqu’ils sont inclus et qu’elle ne l’est pas sans eux), alors il y a aussi une différence dans l’abondance relative des jeunes de l'année. Sinon, un plus grand nombre de sites peuvent être soumis à un échantillonnage pour permettre l’utilisation de plus de méthodes statistiques, ou les proportions de jeunes de l’année peuvent être comparées à l'aide d'un test du khi carré.

Il ne sera peut-être pas possible de distinguer les jeunes de l’année dans le cas des espèces qui se reproduisent plusieurs fois, dans les régions du nord où ces jeunes peuvent apparaître plus tard dans l'année, ou dans des situations où il existe des différences de préférence d'habitat qui dépendent de l’âge chez une espèce. Dans ces cas, il ne sera pas possible de déduire facilement les impacts potentiels sur la reproduction. Un certain jugement professionnel sera requis. Si l’espèce vit plusieurs années et que les poissons immatures peuvent être distingués de façon non létale (l’état du poisson lorsque la période de fraie approche peut être utilisé dans de nombreuses situations pour cela), la proportion de poissons immatures peut être utilisée en remplacement. Dans les situations où cela est impossible, il faudra alors réaliser une interprétation à partir des distributions des tailles uniquement, et dans ce cas, faire preuve de vigilance tout en ayant conscience des répercussions potentielles de la mortalité des adultes sur l'interprétation.

Enfin, il est important de se souvenir qu’une différence de température de l’eau entre les sites aura une incidence sur la période de fraie. Ainsi, les différences relevées à la fin de l’été en matière de distribution des tailles pourraient tout aussi bien découler de différences dans les périodes de fraie dues à la température que d’autres causes potentielles. Si une différence de température de l’eau entre des sites est soupçonnée être une cause importante des différences observées, alors des études ultérieures devront déterminer si cette différence de température entre les sites est due à la mine ou au choix inadéquat des sites de référence.

S’il est possible de faire plusieurs campagnes d’échantillonnage, il peut également être possible de mesurer les changements dans la condition avant et après la fraie comme indicateur de l’investissement en matière de reproduction. Chez certaines espèces de petite taille, les femelles sont très faciles à distinguer en période de fraie à partir du coefficient de condition. Pour obtenir l’investissement en matière de reproduction, les différences de coefficient de condition des femelles entre les sites avant la période de fraie ou une indication du changement avant et après cette période chez les femelles pourraient être utilisées si les femelles peuvent être distinguées après la période de fraie.

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3.4.2.3 Condition

Le coefficient de condition k peut être évalué par la relation (k = 100 000 × pds/l³) des poissons examinés, où pds représente le poids en grammes, et l représente la longueur en millimètres. L’analyse pertinente pour l’interprétation finale est une analyse de la covariance du poids par rapport à la longueur, par site.

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3.4.3 Mollusques sauvages

En l’absence de poissons appropriés au suivi, le prélèvement de mollusques sauvages, comme des huîtres ou des moules, peut s’avérer une option. En effet, les mollusques sont inclus dans la définition du terme « poissons » dans la Loi sur les pêches, et ils ont été utilisés par quelques fabriques de pâtes et papiers dans leur Programme d’ESEE. Leur utilisation comporte toutefois certains inconvénients, notamment les difficultés associées à la détermination de l’âge des individus et à l’estimation de l’allocation d’énergie à la reproduction chez certaines espèces. Les crabes et les homards ne sont pas des espèces adéquates, parce que leur âge ne peut pas actuellement être déterminé avec précision (Environnement Canada, 1997). Il existe des directives sur l’utilisation de l’indice gonadosomatique relatif (indice somatique mantélique [ISM]) pour les bivalves (voir les directives relatives au mésocosme dans le chapitre 9).

Les mollusques constituent un groupe taxinomique diversifié qui inclut les bivalves et les gastéropodes, et ils sont largement répandus dans tout le Canada. Les mollusques possèdent de nombreuses qualités recherchées chez une espèce utilisée à des fins de suivi :

• ils sont relativement sédentaires, bien que certaines espèces (les unionidés) puissent migrer sur de courtes distances (mètres) dans leur habitat;
• ils sont largement distribués dans tout le Canada, et sont identifiés sans le besoin de connaissances taxinomiques poussées;
• la plupart des spécimens de bivalves unionidés sont assez gros pour fournir une quantité de tissus suffisante pour le dosage;
• plusieurs espèces de bivalves ont démontré qu’elles accumulaient facilement de nombreux produits chimiques de sources diverses (eau, sédiments, nourriture) et présentaient des effets sublétaux associés à l’exposition;
• la croissance des bivalves est relativement facile à mesurer, et il a été démontré que ce facteur était aussi sensible, sinon plus, que les tests normalisés de mortalité avec des espèces comme les daphnies, les Ménés à grosse tête et les Truites arc-en-ciel (voir Salazar et Salazar, 2001).

En général, les périodes de reproduction et les fluctuations de l’abondance des mollusques sont liées au climat et à la quantité de nourriture disponible. Pour la plupart des types d’habitats lotiques et lentiques, il est préférable d’effectuer l’échantillonnage en automne, car la majorité des taxons y seront présents et/ou seront de taille assez grande pour être facilement prélevés. Dans les milieux marins, l’échantillonnage devrait être effectué à la fin de l’été ou à l’automne, car les populations comprenant des recrues printanières seront stables à ce moment-là.

3.5 Période d’échantillonnage

Il faut tenir compte d’une gamme de facteurs lorsque vient le temps de choisir la période d’échantillonnage, y compris le comportement migratoire possible de certaines espèces sentinelles, les conditions hydrologiques (p. ex., débit, turbidité, action des vagues), l’accessibilité et le cycle de développement des gonades. Lorsqu’il y a des données historiques, il convient de les examiner à cette étape et, si possible, d’effectuer l’étude durant la même période qu’aux phases précédentes afin de pouvoir comparer les études entre elles.

L’échantillonnage devrait avoir lieu lorsque les tissus des gonades sont suffisamment développés, afin d’être en mesure de bien évaluer la présence d’effets sur la fonction reproductive. Cependant, pour plusieurs espèces de poissons, cette information est inconnue. Les espèces pour lesquelles il existe de l’information détaillée sur la biologie et les caractéristiques du cycle vital devraient être privilégiées comme espèces sentinelles, afin que l’échantillonnage puisse être synchronisé avec le développement optimal des tissus gonadiques.

Des recherches ont récemment été menées pour établir le moment optimal d’interprétation du stade de développement des gonades en utilisant des collections saisonnières de poissons de diverses espèces. Cinq types de poissons, répartis d’après leurs caractéristiques de fraie, ont été identifiés, et le tableau 3-4 indique les périodes d’échantillonnage recommandées selon des études de prélèvement de référence. Ces dernières comprenaient des espèces de poissons d’eau douce du Canada qui sont des reproducteurs synchrones (comme le Chabot visqueux; Gray et al., 2005; Brasfield, 2007), des reproducteurs à pontes multiples ne frayant que quelques fois chaque année (comme le Naseux noir de l’Est [Rhinichthys atratulus]; Galloway et Munkittrick, 2006; Hicks et Munkittrick, données inédites), des reproducteurs à pontes multiples frayant à de nombreuses reprises chaque saison (comme le Ventre rouge du nord [Chrosomus eos]; Carroll, 2007) et des reproducteurs asynchrones (frayant à intervalle de quelques jours, comme le Choquemort [Fundulus heteroclitus]; McMullin et al., 2009). Un cinquième type de poissons d’eau douce comprend les espèces à développement asynchrone qui ne frayent que tous les deux ans à cause de la basse température de l’eau et/ou d’un manque de nourriture. Cette variabilité a une forte incidence sur les besoins en matière de puissance et de taille des échantillons.

L’examen de ces données a permis de confirmer que la puissance de détection de différences est plus élevée à des moments particuliers et lorsque les gonades sont suffisamment développées pour pouvoir déceler un effet. Les énoncés présentés au tableau 3-4 sont des généralisations et peuvent ne pas s’appliquer à toutes les espèces ou dans toutes les régions. Il faudrait consulter la personne-ressource d’ESEE de la région pour obtenir une mise à jour des directives régionales.

Chez les reproducteurs synchrones, il y a une différence temporelle dans le développement des gonades entre les mâles et les femelles. On peut habituellement obtenir des données adéquates sur les reproducteurs synchrones de printemps en réalisant les échantillonnages aussi tard que possible à l’automne ou avant la fraie au printemps. Si on dispose déjà de données pour un site, on peut estimer la stratégie de reproduction d’après l’ordre de grandeur du coefficient de corrélation (R²) entre le poids des gonades et le poids corporel, si les échantillonnages précédents ont été effectués à un moment lorsque les gonades étaient bien développées.

La durée de la période de fraie complique l’évaluation dans le cas des espèces de poissons à pontes multiples. Dans le cas de ces espèces, il peut être intéressant d’utiliser la distribution des classes d’âges ou de longueurs comme indice complémentaire du succès de la reproduction.

Les reproducteurs à pontes multiples qui ne frayent que quelques fois chaque année devraient être échantillonnés au moins six semaines avant le début de la période de la fraie (pour de l’information sur les températures au moment de la fraie, consulter Scott, 1967; Scott et Crossman, 1974; Roberts, 1988; Nelson et Paetz, 1992; Jenkins et Burkhead, 1993; Coad et al., 1995). Cette différence pourrait être due à une augmentation de la variabilité de la relation entre le poids des gonades et le poids corporel à mesure que la période de la fraie approche, à cause de l’absence de synchronisation du moment de la deuxième ponte (Galloway et Munkittrick, 2006). Les reproducteurs à pontes multiples qui frayent à de nombreuses reprises chaque année et les reproducteurs asynchrones devraient être échantillonnés près du début de la période de la fraie en raison du développement rapide de leurs gonades.

Des données du Programme d’ESEE ont été utilisées pour les fabriques de pâtes et papiers (cycles 1 à 3) afin d’examiner les conséquences d’un échantillonnage effectué à un moment inopportun. Dans plus de 33 % des études antérieures, les poissons appartenant à des espèces de poissons de grande taille ont été échantillonnés en dehors de la période optimale, mais l’interprétation des données divergeait peu d’après la comparaison des études optimales et des études sous-optimales. Toutefois, les espèces de poissons de petite taille ont été échantillonnées à des périodes sous-optimales dans plus de 75 % des cas, et les données recueillies en dehors des périodes optimales n’ont pas permis de déceler des effets importants sur la taille des gonades ou du foie (Barrett et Munkittrick, données inédites).

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† Les noms français d’espèces ont été tirés en majeure partie du site Internet Faune vertébrée du Québec du ministère des Ressources naturelles et de la Faune du Québec à l’adresse : http://www3.mrnf.gouv.qc.ca/faune/vertebree/index.asp
Stratégies de reproduction:
S, une seule ponte; M, pontes multiples (quelques reprises); MM, pontes multiples (nombreuses reprises); K, saute une période de fraie; G, gardent les nids et (ou) fournissent une certain forme de soins parentaux  aux œufs ou aux jeunes; (IGS), stratégie déterminée grâce aux données sur l’IGS échelonnées sur un cycle de reproduction; (I), strategie présumée ou certaines informations appuyant une stratégie particulière (e.g., durée de la saison de fraie); ?, données non disponibles pour appuyer une stratégie reproductive, la stratégie a été prédite sur la base d’observations par les auteurs de la grosseur des ovules dans des ovaires matures.
Période de fraie:
Nombres de 1 à 12 indiquant les mois durant lesquels l’espèce est connue pour frayer au Canada. Les intervalles correspondent à tous les mois dans cet intervalle (e.g., 5–7 correspond aux mois de mai, juin et juillet).
Température de fraie:
Une température unique associée aux symboles > ou <  indique le seuil auquel une espèce est connue pour initier les activités de fraie; une température unique sans les symboles > ou <  correspond simplement à une température de fraie unique fournie dans la littérature; un intervalle de températures indique l’intervalle de températures auxquelles des activités de fraie ont été observées; ? indique que des données sur la température n’étaient pas disponibles ou les valeurs ont été prédites en se basant sur des données relatives à d’autres espèces du même genre.
Périodes d’échantillonnage:
Fin de l’automne, aussi tard que possible avant l’apparition de la glace; 4–6 semaines avant la fraie, quatre à six semaines avant la première ponte; fraie, près du début de la première période de fraie.

^a La stratégie de reproduction selon Barrett et Munkittrick 2010 est S(I). Cependant, des données de 2011 et 2012 provenant du Nouveau Brunswick semblent indiquer que les Ménés à nageoires rouges sont des reproducteurs à pontes multiples (Barrett, comm. pers., avril 2013).

^b Stratégie de reproduction, période de fraie et période d’échantillonnage recommandée présentées dans Barrett et Munkittrick 2010 ont été révisées suite aux résultats d’une étude plus récente menée au Nouveau Brunswick (Barrett, pers. comm., avril 2013).

3.6 Vérification de l’exposition des poissons

Il est crucial de concevoir les études de façon à maximiser la possibilité de détecter des effets éventuels. Pour y parvenir, l’échantillonnage devrait être réalisé au bon moment de l’année, avec les engins de pêche et les zones de référence appropriés et lorsque les poissons résident dans la zone exposée à l’effluent. S’il est incertain que le poisson soit exposé à l’effluent de la mine, il faudrait envisager de modifier l’étude (en choisissant d’autres espèces, en utilisant des traceurs, en changeant le moment de l’échantillonnage ou en changeant la zone exposée ou la zone de référence) ou d’utiliser des méthodes de suivi de rechange à la phase suivante.

La controverse survient lorsque les poissons ne montrent aucune différence dans leurs caractéristiques entre les sites en l’absence d’un indicateur d’exposition. Dans ce cas, il est difficile de déterminer si les poissons présents dans les deux zones proviennent de la même population. Pour vérifier que les poissons pris dans la zone exposée ont été exposés à l’effluent et que les poissons pris dans la zone de référence ne l’ont pas été, il peut être nécessaire d’utiliser un traceur qui s’accumule dans les tissus de poissons. Le choix du traceur sera fonction du type de mine et de la complexité du milieu récepteur.

Il est possible de déduire qu’il y a eu exposition en examinant les teneurs en métaux des tissus des indicateurs. Les indicateurs et les tissus à analyser varient selon le type de mine et les espèces utilisées. En général, ce sont les branchies, le foie et le rein qui conviennent le mieux pour estimer l’exposition et la biodisponibilité des métaux. Il a été démontré que le mercure est le seul métal préoccupant qui s’accumule dans le tissu musculaire. Par conséquent, si la contamination par le mercure est une source de préoccupation, des tissus musculaires dorsaux devraient être analysés. Le sang et le tissu osseux peuvent refléter l’exposition au plomb, et ils devraient être analysés si le plomb est le principal élément préoccupant (Hodson et al., 1984). Les concentrations dans les os constituent normalement le meilleur indicateur d’une exposition à long terme aux métaux, tandis que les concentrations dans le sang sont une indication d’une exposition de courte durée (ETIMA, 1998). Sur les espèces de grande taille, il est possible de prélever des échantillons de foie ou de rein. Les tissus devraient être congelés en vue de leur préparation et de leur analyse ultérieures. Pour les espèces de petite taille (< 10 cm), le dosage peut être effectué à partir de spécimens entiers ou éviscérés (retrait du tube digestif). Voir la section 3.11 pour en apprendre davantage sur les études sur le potentiel d’utilisation des poissons.

Si plusieurs paramètres des poissons de la zone de référence et de la zone exposée montrent de grandes différences statistiques, on peut affirmer avec un certain degré de confiance que les échantillons proviennent de différentes populations. S’il n’y a pas de différences entre les zones, il se peut que les poissons se déplacent ou qu’il n’y ait pas d’effet. Des isotopes stables de carbone et d’azote peuvent servir à documenter les différences dans le temps de résidence des poissons, pourvu que les stresseurs en question modifient ces isotopes localement (Farwell, 1999; Galloway et al., 2004) ou qu’il existe des différences géochimiques locales qui, parce qu’elles modifient la signature des isotopes stables, peuvent servir à démontrer que les poissons résident localement (Gray et al., 2004). Toutefois, les isotopes stables ne sont pas toujours suffisamment différents d’un site à l’autre pour être utiles, et la possibilité de les utiliser doit être évaluée selon le site (Dubé et al., 2006).

En choisissant une période d’échantillonnage appropriée et une espèce de poisson plus susceptible d’être exposée à l’effluent du fait de ses habitudes de vie, l’exposition potentielle peut être maximisée. Par exemple, si l’on choisit des espèces qui sortent ou qui séjournent temporairement dans la zone exposée pendant la période de la fraie, une étude menée pendant cette période serait inefficace. Dès lors, pour les espèces qui fraient en eau douce au printemps, une étude en automne serait appropriée, et l’inverse vaudrait dans le cas des espèces qui fraient en automne. Cela ne s’appliquerait pas aux poissons dont les œufs se développent rapidement; ainsi, certains cyprinidés qui fraient à la fin du printemps devraient faire l’objet d’un échantillonnage au début du printemps plutôt qu’en automne, où il se peut que les œufs ne soient pas encore entièrement développés. Par conséquent, il est utile d’avoir des informations sur les caractéristiques des cycles biologiques des espèces choisies lorsqu’on conçoit l’échantillonnage pour l’étude des poissons.

Il faut choisir le moment des échantillonnages et les espèces de poissons en fonction du fonctionnement normal de la mine, afin que l’effluent soit présent dans le milieu. Il faut éviter de faire des échantillonnages lorsqu’un rejet d’effluent n’a pas eu lieu pendant de longues périodes (plusieurs mois). L’engin de pêche choisi, les conditions d’écoulement et les conditions régulant le rejet d’effluent peuvent toutefois limiter la saison favorable à la réalisation de l’étude.

Si aucun poisson n’est capturé (ou si seulement quelques-uns sont capturés) et qu’aucun poisson résidant n’est trouvé dans la zone exposée, cela pourrait vouloir dire que les poissons évitent cette zone. La pertinence des espèces de poissons choisies devrait être évaluée à la fin de chaque phase de suivi, en tenant compte de la nature des résultats et des préoccupations propres au site au sujet de la résidence et de l’exposition.

Il se présente des situations où les poissons peuvent entrer et sortir librement de la zone exposée, de sorte qu’aucune espèce ne passe beaucoup de temps exposée à l’effluent. Dans ces cas, l’échantillonnage devrait être conçu de sorte à maximiser la durée de l’exposition des poissons à l’effluent et, dans la mesure du possible, être effectué durant la période de développement optimale des gonades.

Deux questions importantes s’imposent au sujet de la résidence : les poissons de la zone de référence se mêlent-ils aux poissons de la zone exposée? Et les poissons capturés dans la zone exposée sont-ils vraiment exposés? Si les poissons prélevés dans la zone exposée montrent les effets d’une exposition et diffèrent des poissons de la zone de référence, il ne devrait pas y avoir matière à controverse. D’autres études de suivi peuvent permettre de vérifier si les différences relevées sont présentes chez d’autres espèces.

Si, dans la zone exposée, les poissons montrent les effets d’une exposition sans montrer de différences avec les poissons de la zone de référence, il n’entre pas dans la portée de l’ESEE de déterminer pourquoi aucun effet n’est détecté dans la zone exposée. Si les phases de suivi ultérieures confirment l’absence d’effets observés et que le plan d’étude est adéquat, on conclura que, selon le plan utilisé, les conditions de la zone font en sorte que les poissons qui sont exposés à l’effluent ne sont pas affectés par celui-ci.

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3.7 Analyse de puissance

Le but d’établir une ampleur d’effet et un niveau de puissance est de déterminer si le programme d’échantillonnage recueille suffisamment d’informations pour permettre la prise de décisions. La puissance statistique d’une comparaison est fonction de la taille de l’échantillon, de la variabilité et de la différence cible établie entre les zones. Pour déterminer la taille d’échantillon permettant de détecter une différence précise, il faut posséder une certaine connaissance du niveau acceptable de puissance statistique nécessaire au processus décisionnel, ainsi que de la variabilité de la population.

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3.7.1 Niveaux de puissance et de signification

Les premiers cycles du Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers ont réglé la puissance (1 – bêta [β]) à 0,80 et l'alpha (α) à 0,05. Le Programme d’ESEE encourage maintenant l'égalité de α et de β. Si les valeurs sont fixées à α = β = 0,10, les tailles des échantillons requis pour déceler le même effet sont environ les mêmes qu’aux phases précédentes. Autant que possible, pourvu que les tailles des échantillons provenant de l’analyse de puissance ne soient pas excessivement grandes, les mines sont encouragées à utiliser α = β = 0,05 (valeur traditionnelle pour alpha). Dans de nombreux programmes statistiques, la valeur de β par défaut se chiffre à 0,20; elle doit être ajustée en conséquence. À nouveau, ces recommandations visent à assurer que les études sont conçues de sorte à avoir une probabilité raisonnablement élevée de détecter au plan statistique une ampleur préétablie de l’effet étudié, s’il s’est produit (c.-à-d. que la puissance du test [1 – ß] devrait être élevée). Veuillez consulter le chapitre 8 pour connaître la justification de l’égalité de α et de β.

Il est important de comprendre que la variabilité et la puissance diffèrent selon le paramètre étudié. Chez les poissons, le degré de variabilité fluctue d’une caractéristique à l’autre. Sur une échelle relative, la variabilité des paramètres liés à la reproduction est généralement équivalente ou supérieure à celle d’autres paramètres comme la longueur, le poids corporel et le poids du foie (Environnement Canada, 1997). Si l’ampleur des effets est également exprimée sur une échelle relative (c.-à-d. écarts exprimés sous forme de pourcentage), une étude capable de détecter un écart de plus ou moins 25 % dans la taille relative des gonades permet de détecter des différences similaires ou plus faibles concernant d’autres paramètres importants.

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3.7.2 Ampleur de l’effet

On recommande de concevoir le Programme d’ESEE de façon à détecter une différence de 20 à 30 % dans la taille des gonades, avec un niveau de puissance recommandé de 0,90 (1 – ß). Pour les autres paramètres, l’importance de la différence pouvant être détectée serait fixée en fonction de la taille de l’échantillon permettant de déceler un effet sur la taille des gonades. Pendant l’élaboration du plan de l’étude, il est recommandé de vérifier la puissance permettant de détecter des différences relativement à d’autres paramètres afin d’assurer l’obtention d’une puissance raisonnable pour le plus grand nombre possible de variables. L’approche retenue pour établir l’ampleur (ou taille) de l’effet cible pour le poids relatif des gonades devrait être appliquée à d’autres variables. Il convient d’effectuer des analyses de sensibilité utilisant des modèles de population pour explorer les conséquences de l’ampleur de l’effet choisie tant pour une variable choisie que pour l’ensemble des variables (Environnement Canada, 1997).

Un examen approfondi de la documentation a révélé que les seuils critiques d’effets (SCE) définis dans d’autres programmes correspondent souvent à un SCE d’environ 25 % ou à 2 ET pour de nombreuses variables biologiques ou écologiques. Cette valeur semble raisonnable à des fins d’utilisation pour une vaste gamme de programmes de suivi et un vaste éventail de variables (Munkittrick et al., 2009). Barnthouse et al. (1989) soutiennent qu’un changement de 10 % dans les paramètres serait significatif sur le plan sociétal et écologique, mais les essais de toxicité en laboratoire les préoccupaient davantage que les études sur le terrain. Ces chercheurs ont délibérément proposé un SCE prudent (bas) à cause des préoccupations soulevées par l’extrapolation des résultats de laboratoire aux conditions de terrain.

Lorsque les analyses préliminaires montrent que la puissance sera insuffisante avec des tailles d’échantillons raisonnables, il est recommandé de revoir la conception des évaluations. Les études sont conçues en fonction des caractéristiques individuelles de chaque site minier, et il convient de s’attarder en priorité à réduire la variabilité plutôt qu’à augmenter la taille des échantillons. Comme le degré de variabilité diffère d’une campagne d’échantillonnage à l’autre, l’ampleur de l’effet cible ne devrait pas correspondre à une valeur fixe, mais plutôt à une gamme de changements que l’on souhaite détecter, tel un écart de 20 à 30 %. Les tailles d’échantillons peuvent être calculées à l’aide des méthodes proposées par Green (1989). Des programmes de détermination de la taille des échantillons peuvent aussi être téléchargés de l’Internet, comme le programme connu qui est offert (en anglais seulement) à l’adresse : http://biostat.mc.vanderbilt.edu/wiki/Main/PowerSampleSize.

Les calculs de puissance a priori et les calculs de SCE sont décrits à la section 8.6.2.1 du chapitre 8.

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3.8 Méthodes d’échantillonnage des poissons

Le choix de la méthode d’échantillonnage devrait être fonction du site, tandis que le choix des engins et l’effort de pêche devraient être axés sur les méthodes qui se révèlent efficaces. Les mêmes méthodes d’échantillonnage peuvent être utilisées pour les études de populations et de communautés. La différence réside dans la sélectivité des engins de pêche utilisés. Pour une étude de la communauté, l’engin devrait être aussi peu sélectif et destructeur que possible. Pour une étude de la population centrée sur une ou deux espèces, l’engin devrait être plus sélectif. Par exemple, on pourra privilégier un filet-trappe pour l’étude de la communauté, alors qu’on choisira un filet maillant avec un seul type de maille de dimension appropriée pour l’étude de la population.

L’uniformité de l’échantillonnage doit constituer une priorité. Par conséquent, si les espèces sentinelles sont les mêmes qu’à une phase précédente et que les techniques de pêche déjà employées ont permis de capturer le nombre souhaité de représentants de chacune de ces espèces, il conviendrait de conserver ces techniques, à moins qu’il existe de bonnes raisons de faire autrement, notamment une quantité excessive de prises accessoires. Les techniques d’échantillonnage et l’effort relatif devraient être les mêmes à tous les sites d’échantillonnage. Le regroupement des données provenant de diverses techniques d’échantillonnage des poissons doit être évité, et toutes les méthodes utilisées doivent être signalées. Si plus d’un type d’engin est utilisé, le nombre de poissons capturés selon chaque méthode doit être signalé, et tout regroupement de données, clairement décrit.

Il existe quelques bons manuels dans lesquels sont décrites des méthodes de prélèvement de poissons (Schneider, 2000; Portt et al., 2006). Portt et al. (2006) décrivent la méthode d’utilisation et l’efficacité 1) des filets maillants; 2) des sennes de plage; 3) des verveux, des verveux avec filet-barrage et des trappes; 4) de la pêche à l’électricité; 5) de l’observation sous-marine; 6) des nasses à vairon de type Gee; et 7) de pièges clos (calés, dépliants ou lancés). Toutefois, il faudra habituellement développer des méthodes et les optimiser pour le site à échantillonner.

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3.8.1 Prises accessoires

Des échantillons peuvent être obtenus à partir des prises accessoires des pêches commerciales, scientifiques ou autres, en milieu marin ou en eau douce. En plus de veiller au respect des méthodes et conditions d’échantillonnage (AQ/CQ) et de fournir les documents à l’appui, l’investigateur devrait également s’assurer que les poissons ont bien été exposés. Il est également recommandé d’utiliser les mêmes méthodes de capture dans toutes les zones.

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3.8.2 Télédétection

La quantité de poissons présents près des exutoires peut être déterminée à l’aide de caméras ou d’appareils photo montés sur des véhicules actionnés à distance. Cette façon de faire peut être particulièrement efficace dans les zones rocheuses et accidentées où il peut être difficile d’utiliser des engins de pêche. De plus, ces appareils peuvent permettre de reconnaître le fond avant le mouillage de chaluts ou de pièges à poisson. Toute méthode proposée doit être clairement exposée dans le plan d’étude aux fins d’examen.

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3.8.3 Autres méthodes

Il peut y avoir des situations où il ne convient pas d’effectuer l’étude des poissons. Les raisons varient selon les sites, mais les plus courantes sont la présence de conditions dangereuses (p. ex., des courants forts) ou de facteurs de confusion comme d’autres effluents rejetés dans la zone exposée. Il devient alors difficile ou impossible d’isoler les effets attribuables à l’effluent faisant l’objet du suivi. En pareilles circonstances, la mine peut remplacer l’étude des poissons et/ou l’évaluation du potentiel d’utilisation des poissons par une méthode de remplacement. Les autres méthodes de suivi recommandées pour l’étude des poissons sont les études en mésocosme et l’utilisation de bivalves en cage. Des directives détaillées sur l’utilisation des méthodes de remplacement de suivi biologique et l’interprétation des données recueillies se trouvent au chapitre 9.

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3.9 Étude des poissons – Assurance de la qualité et contrôle de la qualité

3.9.1 Pratiques de terrain pour améliorer l’analyse et l’interprétation des données

La qualité des données recueillies sur le terrain agit sur la facilité d’analyse et d’interprétation des données. La préparation à l’avance de fiches de consignation des données sauvera du temps sur le terrain; il est recommandé d’utiliser du papier imperméabilisé à cette fin. Les conditions de terrain, l’habitat, l’engin utilisé et les renseignements nécessaires pour calculer les prises par unité d’effort doivent y être inscrits. L’utilisation de la même balance et du même dispositif de mesure pour effectuer toutes les mesures ainsi que la même personne pour faire les mesures permettra de réduire les erreurs de mesure. Advenant que cette personne transmet les données à une autre qui les consigne, il ne faut pas que le mesureur utilise des virgules décimales lorsqu’il le fait. Il doit énoncer chaque élément numérique de toutes les mesures pour éviter les erreurs de transcription (p. ex., 16,5 cm sera rapporté comme 1-6-5 et la mesure sera exprimée en mm), car il est facile de confondre certains nombres lorsqu’ils sont communiqués par voie orale, par exemple six et seize.

Il est essentiel que le même type d’engin d’échantillonnage soit utilisé à tous les sites d’échantillonnage parce que la plupart des engins sélectionnent des classes d’âges ou de tailles précises. Par conséquent, l’utilisation d’engins d’échantillonnage différents d’un site à l’autre pourrait donner lieu à la détection de fausses différences (p. ex., dans l’âge ou la taille).

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3.9.2 Contrôle de la qualité sur le terrain

Il s'agit de la première étape de la collecte de données. Pour ce faire, les méthodes d’AQ/CQ pour l’étude des poissons devraient être mises en œuvre dès l’application du plan d'étude et être suivies scrupuleusement pour assurer le maintien d'une grande qualité des données. Un plan d’AQ/CQ pour l’échantillonnage sur le terrain peut comporter une multitude de composantes, dont les suivantes :

• il faut initier et maintenir le contact avec les organismes gouvernementaux et administratifs de l’endroit (p. ex., pour les permis de pêche, les dates et lieux de capture des poissons, les espèces en péril, etc.);
• tout le personnel prenant part à l’échantillonnage sur le terrain devrait avoir l’instruction et/ou la formation voulues et avoir pris connaissance des modes opératoires normalisés (MON) écrits relatifs à l’étude;
• toutes les mesures de sécurité doivent être établies, comprises et acceptées;
• les méthodes et le matériel de capture des poissons doivent être adaptés au plan d'eau et à l’espèce de poisson visée;
• description de l’habitat, y compris les éventuels facteurs modificateurs (profondeur de l’eau et débit, concentration d’oxygène dissous, température, classification du substrat, salinité, conductivité, etc., et signes de pollution tels que décoloration, odeur et résidus);
• date et heure de la capture;
• les méthodes de capture devraient être uniformes tout au long de l’étude;
• emplacement des sites d’échantillonnage et des zones de capture des poissons (coordonnées géographiques) et photographie des lieux de capture;
• nombre d’espèces de poissons et d’autres animaux capturées par lieu de capture;
• estimation du nombre de prises par unité d’effort;
• les échantillons provenant des poissons (p. ex., ovaires, éléments indicateurs de l’âge, contenu de l’estomac) doivent être placés dans des récipients appropriés;
• il faut utiliser les agents de préservation ou de fixation appropriés (p. ex., ovaires à congeler ou à placer dans du formol);
• tous les échantillons doivent porter les étiquettes appropriées;
• toutes les mesures devraient être effectuées à l’aide du matériel pertinent avec une justesse et une précision acceptables (il faudrait donner des détails à ce sujet);
• les appareils devraient être étalonnés et maintenus en bon état de fonctionnement (les données enregistrées et les méthodes devraient être indiquées);
• les notes détaillées prises sur le terrain devraient être consignées dans un carnet;
• des formulaires de chaîne de possession et des procédures d’expédition et d’entreposage appropriées devraient être utilisés.

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3.9.3 Détermination de l’effort d’échantillonnage

Pour aider à évaluer l’effort d’échantillonnage requis à des endroits particuliers, le plan d’étude soumis à Environnement Canada devrait fournir tous les détails sur l’exécution de l’échantillonnage.

Voici une série de conseils et de critères fondés sur le rendement afin de déterminer « un niveau raisonnable d'effort de pêche ». Chaque emplacement est unique. Le succès de la pêche dans un secteur n’est pas assuré seulement parce qu’un certain effort d’échantillonnage a été couronné de succès à d’autres endroits par le passé, ou encore au même endroit à d’autres moments.

1. Le plan d’étude devrait documenter tous les détails sur les méthodes d'échantillonnage de poissons adultes, afin d'aider à l’évaluation de l’effort de pêche. Les détails à fournir dans le plan d’étude (au besoin) sont les suivants :
   
   • pourquoi et comment les espèces sentinelles ont été choisies;
   • qui a été consulté quant à l’emplacement et aux techniques retenus pour capturer les espèces sentinelles proposées;
   • plan de contingence relativement aux engins de pêche et espèces sentinelles de remplacement;
   • dates où le travail sera effectué, afin que les personnes-ressources de l’ESEE puissent être disponibles à des fins de consultation;
   • type, emplacement et dimensions des engins (p. ex., filets maillants, filets-trappes, trappes, palangres; dans certains cas, il peut être utile d'utiliser plus d'un type d'engin);
   • type de maille (p. ex., nylon, fil ou fibre de coton, noué ou sans nœud) et grandeur de la maille;
   • nombre d’engins et effort de pêche proposés;
   • heure de l’échantillonnage (c.-à-d. l’heure du jour);
   • durée de l’échantillonnage (c.-à-d. l’intervalle de temps entre le placement de l’engin et sa récupération);
   • fréquence des vérifications.

   Tous les résultats ou observations d'une étude préliminaire de poissons réalisée durant les activités de préconception devraient être fournis si ces données ont servi à la sélection des espèces sentinelles ou des méthodes de travail. La personne-ressource de l’ESEE dans la région examinera ces données et pourra demander des renseignements supplémentaires, afin de clarifier les procédures d'échantillonnage.

2. Il faut employer des procédures opérationnelles appropriées. Ces procédures comprennent l’utilisation d’engins conformes aux indications du plan d’étude. Les engins doivent être vérifiés à des intervalles réguliers afin d’assurer la récupération d’espèces sentinelles en bon état et la libération des espèces non ciblées (surtout les espèces protégées ou menacées de disparition). Il y a donc lieu de considérer la possibilité d’utiliser des techniques sélectives ou des techniques non destructives. Un registre de l’identité et du nombre estimatif de prises de poissons non ciblés pourrait constituer un élément additionnel utile à ajouter aux plans de contingence. La mine et le consultant doivent bien comprendre l’habitat, les caractéristiques des espèces et l’engin que l’on envisage d'utiliser.
   
3. Il faut consulter les experts locaux (p. ex., le personnel des services fédéraux et provinciaux des pêches, les groupes autochtones, les particuliers et les organismes qui s’occupent de la pêche commerciale et récréative dans la localité, le public, et d’autres personnes qui connaissent les ressources halieutiques locales), afin de voir à ce que la sélection des espèces sentinelles, l’emplacement des filets, la période de capture, etc. soient optimaux.
   
4. Le personnel chargé de la capture du poisson et des méthodes d’échantillonnage doit avoir une expérience reconnue dans ce domaine.
   
5. Il faut obtenir les permis de pêche auprès des organismes responsables des pêches de la localité.
   
6. Il faut conserver des registres dans lesquels seront consignées les procédures opérationnelles utilisées (p. ex., la grandeur des mailles des filets, la durée des échantillonnages, les emplacements, la fréquence des vérifications, etc.). Ces registres pourraient être nécessaires pour évaluer convenablement la manière dont l’étude a été menée.

Bien que ce ne soit pas obligatoire, il est recommandé de fournir une estimation des prises par unité d’effort (PUE) pour chaque zone d’échantillonnage (c.-à-d. le nombre de poissons capturés par période, zone, filet, etc.). Cette estimation renseigne sur l’effort de pêche déployé dans les cas où il peut être difficile de prélever le nombre minimal de poissons requis.

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3.9.3.1 Exemples de calculs de l’effort d’échantillonnage

Voici quelques exemples de méthodes de pêche qui ont permis de prendre des échantillons de poissons en fonction du temps. Ces exemples sont fournis afin d’aider les consultants durant l’élaboration et la mise en œuvre de leur plan d'étude et d’indiquer les cas où il y a lieu de consulter le coordonnateur régional de l’ESEE qui a été désigné par Environnement Canada.

1. Des données tirées d’une étude effectuée dans deux lacs de l’Ontario indiquent que 40 spécimens appartenant à six espèces d’eaux chaudes ont été prélevés en un à six déploiements d’une durée de 24 heures. L’engin utilisé était un filet-trappe de 6 × 6 pieds. Les détails de la méthode sont exposés dans le bulletin du Groupe d’évaluation des pêches du ministère des Richesses naturelles de l’Ontario (MRNO, 1994a).
   
2. Pendant l’évaluation de l’abondance des communautés de poissons d’eaux froides de l’Ontario, l’effort de pêche recommandé pour capturer 40 Touladis dans sept lacs a varié entre 12 et 120 heures. Le dispositif utilisé était un jeu de filets maillants de 46 m, composé de trois panneaux de 15,2 m. De plus amples renseignements sur la méthode utilisée sont présentés dans le bulletin du Groupe d’évaluation des pêches du ministère des Richesses naturelles de l’Ontario (MRNO, 1994b). Le maillage devrait être uniforme et choisi en fonction de l’espèce cible.
   
3. L’expérience a montré qu’avec des filets maillants à quatre panneaux de 50 m mouillés 24 h sur 24 pendant cinq jours (ce qui équivaut à un effort de 24 000 mètres-heures) dans des systèmes d’eau douce, il est possible de prélever 20 poissons de chaque sexe. Il faut pour cela que les panneaux de filet soient correctement déployés et qu’ils soient déplacés de manière à couvrir les zones fréquentées par les poissons. Le maillage devrait être uniforme et choisi en fonction de l’espèce cible.
   
4. Une autre stratégie consiste à déployer au départ une quantité minimale de filets pour réduire les prises accessoires (< 400 m). Si la pêche s’avère suffisamment sélective, et si la quantité de prises accessoires est acceptable, il peut être nécessaire d’utiliser 2 km de filets à maillage unique dans les petits cours d’eau peu productifs.
   
5. En milieu marin, l’expérience a montré que 48 heures de pêche au chalut à perche, à la palangre avec des tailles diverses d’hameçons ou à l’aide d’autres méthodes comme les trappes (seules ou combinées) permettent normalement d’obtenir les 20 poissons de chaque sexe requis.
   
6. Une consultation d’adeptes de la pêche électrique (matériel embarqué, grands cours d’eau) a révélé que l’on peut prendre tous les poissons voulus en une seule journée. Pour accroître le succès de l’opération, il est recommandé de pêcher au crépuscule ou la nuit, parcourir le même secteur au moins trois fois et utiliser des impulsions intermittentes (un champ électrique continu pouvant éloigner les poissons). Dans les cours d’eau et les lacs de petite taille, les difficultés posées par le déplacement dans ces milieux ont souvent pour effet de prolonger l’échantillonnage.
   
7. En 1999, un consultant a prélevé des poissons pour une fabrique de pâtes et papiers de la côte Est, située près d’un estuaire sous l’influence des marées. L’espèce ciblée était le Choquemort (Fundulus heteroclitus), et le consultant utilisait une senne de rivage à mailles de 0,5 cm qui mesurait 15 m sur 1,5 m. Un premier technicien vêtu de pantalons-bottes prenait un côté de la senne, entrait dans l’eau et s’éloignait d’environ 10 mètres, tandis que le second technicien tenait l’autre côté du filet le long du rivage. Les techniciens tiraient ensuite la senne perpendiculairement à la côte, sur une distance de 20 à 30 m, puis le premier ramenait le côté extérieur vers la plage de façon à former une poche avec le filet. Une fois que les deux côtés reposaient solidement sur le rivage, les techniciens ramenaient avec soin le haut et le bas du filet pour y capturer les poissons emprisonnés. Le consultant a constaté que la pêche était particulièrement fructueuse à l’étale de la marée haute. En tout, 108 Choquemorts ont été capturés et conservés durant les quatre jours qu’a duré l’échantillonnage. Le temps de pêche s’est élevé à 12,5 heures. Comme il fallait obtenir un nombre semblable de mâles et de femelles, de nombreux Choquemorts ont été capturés et relâchés, tout comme des poissons de 11 autres espèces (Final Report – Repap New Brunswick Inc. Kraft Mill, Second Cycle Aquatic EEM Study – Jacques Whitford Environment Limited – avril 2002).

Bien que les techniques et engins décrits ci-dessus puissent s’appliquer à diverses espèces, ces exemples ne couvrent pas toutes les possibilités, étant donné le caractère unique de chaque site. Par conséquent, ces exemples sont proposés à titre de suggestions seulement. Les experts locaux peuvent donner des conseils supplémentaires. Les exemples susmentionnés indiquent la marche à suivre pour capturer un minimum de 20 poissons par sexe, par espèce et par zone.

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3.9.4 Consultation avec les coordonnateurs régionaux de l’ESEE et exécution sur le terrain

Si tous les critères précédents sont respectés et que l’expert-conseil ou la mine ont des difficultés à respecter les exigences minimales quant aux données de l’étude des poissons adultes, le propriétaire ou l’exploitant peut s’écarter du plan d’étude, mais il doit en informer l’agent d’autorisation sans tarder et lui décrire la manière dont l’étude a été ou sera réalisée. Tous les efforts raisonnables doivent être faits pour prélever les tailles d’échantillons cibles de deux espèces de poissons, et la mine doit faire preuve de diligence.

Voici un aperçu des résultats et des options possibles après consultation avec le coordonnateur de l’ESEE :

1. Continuer – Les conseils sur les situations suivantes dépendront des conditions particulières au site. Fixer des dates de consultation ultérieures, au besoin.

1. Absence d'espèces sentinelles dans la zone de référence :
   • continuer avec les engins et les techniques actuels;
   • continuer dans une autre zone de référence selon les indications du plan de contingence;
   • continuer dans la zone de référence actuelle en utilisant d’autres engins ou techniques et d’autres espèces sentinelles selon les indications du plan de contingence.
2. Absence d'espèces sentinelles dans la zone exposée :
   • continuer en utilisant les techniques et les engins de pêche actuels;
   • continuer dans une autre zone exposée selon les indications du plan de contingence;
   • continuer dans la zone exposée actuelle en utilisant des engins de pêche, des techniques ou des espèces sentinelles différents, selon les indications du plan de contingence.
3. Absence d’espèces sentinelles dans la zone de référence et la zone exposée :
   • continuer dans d’autres zones, avec d’autres espèces sentinelles, engins de pêche et/ou d’autres techniques, selon les indications du plan de contingence.

2. Reporter (ne pas continuer) – Existence de conditions dangereuses : conditions d'échantillonnage qui ne permettent pas la récolte de poissons (p. ex., température, froid); engins de pêche de remplacement non disponibles; absence d’autres solutions de remplacement exploitables (p. ex., s’il n’existe pas d’autres espèces possibles, il est nécessaire de procéder à des études plus approfondies) :

• concevoir un nouveau plan d’échantillonnage en consultant la personne-ressource de l’ESEE dans la région;
• recommencer à une date ultérieure en utilisant les zones, les engins, les espèces sentinelles et les techniques actuelles ou de remplacement, mais sous des conditions plus favorables;
• établir la date des consultations futures.

3. Discontinuer – Si l’on n’a pas capturé le nombre voulu de poissons, l’absence (ou la pénurie) de poissons sera considérée comme un résultat, lequel sera expliqué dans les conclusions de l’étude en tenant compte de tous les facteurs déterminants possibles. Si le nombre minimal de poissons n’est pas prélevé, cela pourrait entraîner une hausse de la variance estimée. La décision de poursuivre ou de ne pas poursuivre dépendra, d’abord et avant tout, des considérations de sécurité. Dans tous les cas, se rapporter au plan de contingence, au besoin, et établir des dates où se tiendront des discussions ultérieures. Les techniciens sur le site d’étude devraient parler directement à la personne-ressource de l’ESEE dans la région. Les espèces sentinelles sont représentées tant dans la zone de référence que dans la zone exposée proche. La mise en commun de données recueillies durant des saisons différentes n’est pas valable.

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3.9.5 Entrée des données

L’entrée des données et la préparation de l’analyse sont abordées au chapitre 8, et le compte rendu des résultats, au chapitre 10.

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3.9.6 Contrôle de la qualité en laboratoire

Bien qu’une bonne partie de l’information soit recueillie sur le terrain, les paramètres comme le poids des œufs, la fécondité et l’âge des spécimens sont généralement déterminés plus tard au laboratoire. Pour chaque mesure, l’objectif premier du programme d’AQ/CQ en laboratoire est d’assurer l’uniformité (précision) et l’exactitude des données. Les exigences suivantes devraient faire partie intégrante des processus de mesure :

• tout le personnel participant au traitement et à l’analyse des échantillons devrait posséder l’éducation et/ou la formation nécessaires;
• la prise de mesures devrait être réalisée selon des protocoles et méthodes reconnus (bien documentés), et tous les appareils devraient être étalonnés et entretenus adéquatement (registres, méthodes disponibles);
• consigner les mesures prises sur chaque poisson (espèces cibles);
• consigner la présence de lésions, de tumeurs et de parasites externes, etc.;
• consigner les données sur la fécondité ainsi que les méthodes utilisées pour la détermination de la fécondité et la précision du sous-échantillonnage (le cas échéant);
• consigner les données sur l’âge ainsi que les méthodes utilisées pour la détermination de l’âge et le nom des personnes ayant confirmé l’exactitude des données;
• tenir des registres décrivant les échantillons prélevés, les mesures effectuées et le personnel responsable; si possible, la mesure de certaines variables devrait être confiée à un nombre minimal de personnes, afin de conserver l’uniformité et de prévenir les erreurs de mesure (particulièrement dans le cas de la détermination de l’âge);
• si un sous-échantillonnage s’impose (p. ex., fécondité, poids des œufs), le degré d’efficacité et d’exactitude de la méthode utilisée devrait être consigné; cette information devrait également pouvoir servir au calcul de facteurs de correction ou de mise à l’échelle (si nécessaire) permettant de minimiser les écarts éventuels associés aux méthodes et au degré d’efficacité;
• toutes les données devraient être vérifiées; par exemple, certaines mesures comme la fécondité et le poids des œufs devraient être répétées pour en garantir la précision et l’exactitude; un expert reconnu devrait vérifier les estimations de l’âge;
• consigner les ouvrages de référence et les clés utilisés pour l’identification des poissons;
• conserver les échantillons et les spécimens de référence;
• consigner des notes détaillées sur le traitement des échantillons et le travail de laboratoire dans un carnet.

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3.10 Analyse des données

Les problèmes d’AQ/CQ soulevés par l’analyse des données sont la vérification et la validation des données, la répétabilité et la robustesse des analyses statistiques ainsi que la rigueur et la pertinence des analyses. Dans la plupart des cas, le succès de la validation et de la vérification des données dépend de l’efficacité des méthodes d’AQ/CQ appliquées durant l’échantillonnage sur le terrain, le traitement des échantillons et les analyses en laboratoire (voir ci-dessus). Toutefois, la vérification des données et les analyses devraient comporter les points suivants :

• appliquer des méthodes de vérification en vue de repérer d’éventuelles erreurs de transcription, les données aberrantes et d’autres points potentiellement suspects;
• conserver sous forme de tableau des sommaires des descripteurs statistiques généraux (taille de l’échantillon, moyenne, valeur minimale, valeur maximale, erreur-type et l’écart-type) des paramètres mesurés sur les poissons (voir le tableau 3-6 pour un exemple);
• fournir les résultats de l’évaluation des hypothèses de normalité des données et d’homogénéité de la variance;
• conserver un registre des modes de transformation employés;
• fournir les estimations paramétriques de la variabilité (erreur quadratique moyenne [EQM] de l’analyse de la variance [ANOVA], EQM de l’analyse de la covariance [ANCOVA], écart-type pour l’âge à la maturité);
• fournir les calculs des exigences relatives à la taille de l’échantillon pour chaque paramètre;
• fournir un résumé sur le degré de conformité aux objectifs de qualité des données et aux modes opératoires normalisés et sur les éventuels problèmes observés durant l’étape d’AQ/CQ en laboratoire et sur le terrain;
• pour assurer la reproduction des analyses et des résultats, joindre en annexe toutes les données brutes et archiver les fichiers informatisés pendant une période approuvée après la publication des résultats des analyses dans un rapport;
• décrire de façon claire et détaillée les méthodes utilisées pour les analyses;
• vérifier que les logiciels de calcul employés donnent les mêmes produits et résultats que d’autres logiciels;
• évaluer la robustesse des analyses (c.-à-d. les résultats et les conclusions devraient être similaires);
• prendre note de la présence ou de l’absence de données aberrantes, et du recours à des transformations, etc., afin de s’assurer que les résultats ne sont pas fonction d’une manipulation ou d’une hypothèse formulée avant ou pendant les analyses;
• tenir des notes détaillées sur les analyses des données de l’étude.

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3.10.1 Analyse statistique

L’indépendance, la normalité et l’homogénéité des variances constituent les postulats de nombreux tests statistiques paramétriques. Ceux-ci et des renseignements supplémentaires sur l’évaluation et l’interprétation des données sont discutés au chapitre 8.

Remarque – Il faut indiquer la différence en pourcentage entre le site exposé et le site de référence. La signification statistique doit être indiquée sous la forme d’une valeur p.
Légende – Diff. : différence. Sign. stat. : signification statistique (valeur de p). Réf. : référence. Exp. : exposé. Moy. ajust. : moyenne ajustée. Inter. sign. : interaction significative.

3.11 Méthodes d’analyse du potentiel d’utilisation des poissons

La question à savoir si l’effluent a produit un changement dans le potentiel d’utilisation des poissons a pour but de déterminer si l’effluent a altéré les poissons au point de limiter leur utilisation par les humains. Le potentiel d’utilisation des poissons peut être influencé par une modification de l’apparence, une altération du goût ou de l’odeur, ou la présence de concentrations de contaminants dans les tissus qui dépassent les seuils fixés pour la consommation humaine et qui sont statistiquement différentes des concentrations mesurées dans la zone de référence. La présente section porte sur le potentiel d’utilisation des poissons par rapport aux concentrations de mercure.

Le mercure est le seul métal faisant l’objet d’une norme fixée par Santé Canada concernant la concentration permise dans les tissus des poissons vendus au détail aux fins de consommation par l’être humain. Le mercure est donc un polluant qui constitue une source de préoccupation d’ordre national. Santé Canada a récemment achevé une étude sur le mercure dans laquelle le Ministère réaffirme la norme (limite maximale) fixée à 0,5 µg/g, à l’exception du thon frais ou congelé, du requin, de l’espadon, de l’escolier, du marlin et de l’hoplostète orange. Les gouvernements provinciaux et territoriaux ont la responsabilité d’émettre des avis concernant la consommation du poisson issu de la pêche sportive, à l’exception de la pêche sportive pratiquée dans les parcs fédéraux. Les limites de consommation de poissons provenant de la pêche sportive commencent à des concentrations de mercure total supérieures à 0,45 mg/g.

Les études de suivi biologique se composent d’une étude sur les tissus de poissons si une concentration de mercure total égale ou supérieure à 0,10 µg/L a été relevée lors de la caractérisation de l’effluent menée aux termes de l’alinéa 4(1)d) (annexe 5, alinéa 9c) du REMM).

Un « effet sur les tissus de poissons » s’entend lorsque des mesures de la concentration du mercure total dans les tissus de poissons, prises dans la zone exposée, supérieures à 0,5 µg/g (poids humide), présentant une différence statistique et ayant une concentration plus élevée par rapport à celles mesurées dans les tissus de poissons prises dans la zone de référence (annexe 5, article 1 du REMM). Il est possible que, à certains sites miniers, les tissus des poissons prélevés dans les zones de référence montrent des concentrations de mercure total supérieures à la consigne (p. ex., dans le nord du Québec – Schetagne et al., 1996; Schetagne et Verdon, 1999). Par conséquent, pour être considéré un effet dans les tissus des poissons, un test statistique unilatéral doit être effectué, et il doit révéler une différence statistique entre les zones et un dépassement de la consigne.

Comme il est mentionné au chapitre 5, la limite de la méthode de détection pour le mercure dans les effluents a été modifiée et fixée à 0,01 µg/L (0,00001 mg/L) de manière à ce que la concentration de 0,1 µg/L stipulée à l’alinéa 9c) de l’annexe 5 du REMM puisse être détectée avec confiance. Voici des méthodes d’analyse qui permettent d’atteindre ce niveau de détection : spectrométrie d’absorption atomique (vapeur froide), spectrométrie de fluorescence atomique (vapeur froide) et spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif.

Le Guide de consommation du poisson gibier de l’Ontario mentionne que d’autres métaux, soit le plomb (Pb), le cuivre (Cu), le nickel (Ni), le zinc (Zn), le cadmium (Cd), le magnésium (Mg), le chrome (Cr), l’arsenic (As) et le sélénium (Se), peuvent être présents dans les tissus des poissons, sans avoir des concentrations justifiant une limite de la consommation. Selon les endroits, les métaux peuvent constituer une source de préoccupation si d’autres directives pour la consommation humaine applicables à la région où se déroule l’étude ont été émises par un autre organisme de réglementation (p. ex., provincial ou territorial) et si le métal visé par une directive de consommation est présent dans l’effluent. Les pêches destinées à la consommation locale et les pêches commerciales devraient être prises en compte lorsqu’on détermine quels tissus comestibles (foie, reins, os, chair ou même poisson entier) devraient être analysés. Il est recommandé d’analyser les autres métaux dans les tissus de poissons lorsque des problèmes sur un site en particulier sont signalés. Le Guide de consommation du poisson gibier de l’Ontario se trouve à l’adresse suivante : http://www.ene.gov.on.ca/fr/water/fishguide/index.php.

Les mollusques peuvent accumuler les métaux (Cd, Cu, Zn, Pb, Ni, mercure [Hg], As, argent [Ag] et Cr). Des études sur le terrain donnent à croire que la relation entre les concentrations de métaux dans les tissus des mollusques et les concentrations de métaux dans le milieu ambiant est modulée par un certain nombre de paramètres biologiques, physiques et chimiques qui, de ce fait, devraient être pris en compte. En dernière analyse, la relation dépend du type de métal considéré et de sa disponibilité à l’état dissous et particulaire (ETIMA, 1997).

Le protocole d’ESEE pour l’analyse des tissus des poissons est présenté ci-dessous. D’autres protocoles peuvent être utilisés s’ils satisfont aux normes minimales d’ESEE. Par exemple, le protocole d’Hydro-Québec pour le suivi des concentrations de mercure chez les poissons (Tremblay et al., 1998) est largement utilisé au Québec, puisqu’il comporte l’analyse du mercure chez différentes classes d’âge. Ce protocole est affiché sur le site Web des ESEE.

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3.11.1 Sélection des espèces de poissons

Dans le choix de l’emplacement des sites pour procéder à l’échantillonnage des tissus de poissons, il faut prendre en compte les mêmes facteurs considérés pour l’étude des poissons. Les espèces choisies pour l’analyse des tissus devraient être, si elles sont présentes, des espèces qui font l’objet d’une pêche sportive, de subsistance et/ou commerciale, y compris des mollusques et des crustacés, si possible. Les espèces retenues pour l’analyse des tissus ne sont pas nécessairement les mêmes que celles qui ont été utilisées aux fins de l’étude des poissons. Selon les sites étudiés, les tissus prélevés aux fins des analyses devraient être choisis en considération de la portion du poisson qui est consommée par la population locale (muscles, foie, œufs, hépatopancréas [crustacés], os ou toute autre partie pertinente). Pour les mollusques, il faut prélever les parties molles entières du corps, et il peut être nécessaire de combiner des tissus provenant de plus de dix spécimens pour obtenir un échantillon de poids suffisant. Pour le homard ou le crabe, il faudrait prélever du tissu comestible (p. ex., muscles, œufs, hépatopancréas).

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3.11.2 Prélèvement et préparation des échantillons de tissus

Les analyses des tissus devraient être réalisées sur un minimum de 16 échantillons (pour obtenir une puissance de 95 %) d’une seule espèce, soit huit provenant de la zone exposée et huit de la zone de référence. Les huit échantillons pour chacune des zones peuvent être des tissus prélevés sur huit poissons différents, ou chaque échantillon peut être composé de tissus de plusieurs poissons. Toutefois, les tissus prélevés sur un poisson ne doivent être utilisés que dans un seul échantillon. Dans la mesure du possible, les spécimens utilisés pour la constitution de l’échantillon devraient appartenir au même sexe et à la même classe d’âge. Le sexe de chaque poisson de l’échantillon doit être indiqué. Si les poissons n’appartiennent pas à la même classe d’âge, les classes d’âge des poissons doivent être constantes entre les sites d’échantillonnage. Bien que les poissons les plus gros (les plus âgés) de taille semblable soient préférables, les limites de taille établies par l’autorité responsable dans les règlements de pêche, qui s’appliquent dans la région où l’étude est menée, doivent être respectées.

La quantité de tissus prélevés devrait être proportionnelle aux exigences de la méthode d’analyse utilisée. Le tissu de chaque poisson devrait servir à la constitution d’un seul échantillon et ne devrait pas être mélangé à d’autres échantillons. Il importe de manipuler les tissus prélevés aux fins des analyses de façon à éviter leur contamination par des sources comme le carburant du bateau utilisé pour l’échantillonnage. Chaque échantillon doit être clairement étiqueté, scellé dans un contenant exempt de contaminants, congelé et expédié au laboratoire d’analyse. Chaque échantillon doit être homogénéisé séparément puis sous-échantillonné pour le dosage du mercure.

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3.11.3 Analyses complémentaires : pourcentage de lipides et d’eau

Le monométhylmercure (MeHg) représente presque la totalité (au moins 95 %) du mercure total présent dans le tissu musculaire des poissons, quelle que soit la composition du régime alimentaire et les concentrations dans l’eau exposée (Bloom, 1992). En raison de sa forte affinité pour les groupements sulfhydriles des protéines, de la facilité relative avec laquelle il traverse les parois des voies digestives et du fait que sa dépuration s’effectue relativement plus lentement que celle du mercure inorganique, le MeHg s’accumule dans les tissus biologiques (Clarkson, 1994; Saouter et al., 1993).

La teneur en lipides a été utilisée pour normaliser les résidus dans les tissus d’une espèce à l’autre ou au sein d’une même espèce d’une saison à l’autre, et elle constitue une variable clé pour l’élaboration de modèles de bioaccumulation. Pour l’extraction des lipides, les méthodes proposées par Randall et al. (1991) et la méthode d’extraction au chloroforme et au méthanol sont recommandées. L’analyse des lipides ne devrait être effectuée que lorsque le contaminant à l’essai est reconnu comme lipophile.

La teneur relative (%) en lipides et en eau devrait être fournie pour chaque échantillon faisant l’objet d’un dosage des métaux totaux. Il faudrait également signaler les teneurs en lipides pour les réplicats analysés dans le même lot que l’échantillon soumis. La précision de la mesure des teneurs en lipides pour les réplicats devrait être de ± 30 % pour les tissus contenant plus de 2 % de lipides et ± 60 % pour les tissus contenant moins de 2 % de lipides. La méthode utilisée pour le dosage des lipides devrait être indiquée, et la nature des solvants utilisés clairement précisée.

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3.11.4 Directives pour le dosage du mercure dans les tissus des poissons à l’aide de méthodes non létales

Ce dosage se fait habituellement en prélevant un filet sur les poissons. Des méthodes d’échantillonnage non létales permettent aussi d’obtenir des mesures exactes et fiables des concentrations de mercure dans les muscles des poissons pourvu qu’on utilise les bonnes méthodes d’analyse (Tyus et al., 1999; Baker, 2002; Baker et al., 2004; Peterson et al.,2005). Le recours à des méthodes non létales pour le dosage du mercure s’avère particulièrement intéressant dans les sites où l’emploi de méthodes d’échantillonnage destructrices nuirait aux populations de poissons, par exemple, dans les endroits où la densité des poissons est faible. Le but de la présente section est de décrire les méthodes non létales adéquates pour l’échantillonnage et l’analyse des tissus.

À l’heure actuelle, il est recommandé d’analyser les tissus de 16 échantillons (pour obtenir une puissance de 95 %), soit huit échantillons provenant de la zone exposée et huit provenant de la zone de référence, prélevés sur des individus d’une même espèce, de la même classe d’âge et du même sexe, dans le cadre d’une étude d’échantillonnage létal. Cette directive doit également être suivie dans les études non létales, sauf pour ce qui est de la détermination du sexe, qui s’avère impossible pour la plupart des espèces dans le cadre d’un échantillonnage non létal. Plusieurs études n’ont cependant pas réussi à relever de différences dans les concentrations de mercure entre les mâles et les femelles, malgré les différences possibles dans leurs besoins énergétiques (Lange et al., 1994; Henderson et al., 2003; Ward et Neumann, 1999).

Baker et al. (2004) ont démontré que de petites quantités de tissus prélevées à l’aide de deux types différents d’outils de biopsie non létaux (poinçon cutané et aiguille à biopsie Tru-CutMD) permettaient d’obtenir des estimations aussi exactes et précises de la concentration de mercure dans les muscles de poisson que les valeurs de référence établies à l’aide des méthodes classiques avec prélèvement de filets. Ces auteurs ont par ailleurs constaté que l’emploi de ces différents outils ne réduisait pas la survie du Grand Brochet après recapture. De leur côté, Tyus et al. (1999) ont étudié la survie de la Truite arc-en-ciel et du catostome Xyrauchen texanus soumis à un prélèvement de tissus à l’aide de poinçons (prélèvement de tissus cutanés et hépatiques, et de tissus de nageoire) sans relever de différences significatives dans la croissance ou la survie d’aucun des poissons touchés.

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3.11.4.1 Méthodologie recommandée

La fiabilité de la technique non létale peut dépendre de l’outil de biopsie, de la méthode d’analyse et du poids de l’échantillon de tissu (Baker et al., 2004). La méthode recommandée ici pour le prélèvement de tissus musculaires chez les poissons à l’aide d’une approche non destructive est fondée sur les travaux de Baker (2002) et de Baker et al. (2004).

1. Pratique – Dans la mesure du possible, on devrait s’exercer au prélèvement sur du matériel archivé ou sur des poissons morts accidentellement avant d’utiliser la méthode sur des poissons vivants. En se familiarisant avec une technique, on réduit au minimum tout stress éventuel lié à la manipulation et à l’échantillonnage.
   
2. Capture et anesthésie des poissons – Après avoir préparé deux contenants, un rempli d’eau bien oxygénée et l’autre renfermant une solution anesthésiante (p. ex., MS-222), on capture les poissons à l’aide d’une méthode non létale (pêche à la ligne, pêche de courte durée au filet maillant, pêche électrique, etc.), et on les place dans le contenant rempli d’eau oxygénée. On les transfère ensuite (un par un au besoin) dans le contenant de solution anesthésiante.
   
3. Mesures externes des poissons – Une fois les poissons anesthésiés, on mesure leur longueur et on les pèse et, s’il y a lieu, on prélève une structure anatomique (comme un rayon de nageoire pelvienne) pour en déterminer l’âge.
   
4. Prélèvement des tissus – Il existe deux outils pour recueillir de petits échantillons de tissus : les poinçons cutanés et les aiguilles à biopsie Tru-Cut^MD.
   • Tru-Cut^MD. À l’aide d’une aiguille stérilisée, enlever deux ou trois écailles de la région dorsale du poisson, juste sous la nageoire dorsale. Insérer ensuite obliquement (pour réduire au minimum la profondeur de pénétration) la canule externe à une profondeur d’environ 1 cm dans le tissu musculaire sous les écailles. L’aiguille à encoche (trocart) de 2 cm de longueur s’enfonce alors dans la chair. La guillotine glisse sur l’aiguille enfoncée pour couper le tissu et le retenir dans l’encoche. Retirer ensuite l’aiguille, ouvrir la canule et, à l’aide d’une pince en inox (qui doit être lavée à l’acide entre chaque prélèvement) ou d’une pince jetable en plastique, retirer le morceau de tissu que l’on place dans un petit flacon étiqueté. Les échantillons prélevés pèsent environ 25 mg. Il faut donc prélever et combiner au moins deux échantillons de tissus par poisson pour obtenir une quantité suffisante pour l’analyse. Selon Baker et al. (2004), cette méthode permet à une personne d’expérience de prélever un échantillon en une dizaine de secondes.
   • Ponction cutanée. Comme la ponction cutanée permet de prélever une plus grande quantité de tissu, c’est la méthode de prélèvement recommandée si l’on n’a accès qu’à la spectrophotométrie d’absorption atomique (vapeur froide) pour l’analyse des tissus. Cette méthode peut être utilisée avec les poissons dont la taille est supérieure à 200 mm. Enlever quelques écailles, puis placer le poinçon sur la peau de l’animal. En appliquant une pression modérée tout en exerçant un mouvement de torsion, pénétrer la musculature épaxiale pour prélever un petit morceau de tissu (environ 60 mg). Comme c’est le cas dans la méthode par biopsie, il faut prélever et combiner deux échantillons par poisson.
     
5. Conservation des échantillons – Les échantillons doivent être congelés avec de la glace sèche ou de l’azote liquide pour prévenir toute décomposition pendant le stockage et le transport vers le laboratoire d’analyse. Ils doivent être lyophilisés et pesés avant l’analyse.
   
6. Prévention de l’infection – Les méthodes de prélèvement de tissus, notamment la ponction cutanée, laissent une plaie ouverte qui augmente le risque d’infection. Pour atténuer ce risque, il faut refermer les plaies à l’aide d’une colle stérile, comme Nexaband^MD, qui agit comme un bandage imperméable.
   
7. Suivi et réintroduction des poissons – Après avoir prélevé les échantillons de tissus, les poissons sont remis dans le contenant d’eau oxygénée jusqu’à ce qu’ils semblent avoir bien récupéré et nagent normalement, puis ils sont relâchés dans le milieu récepteur.
   
8. Analyse chimique – Le choix de la méthode analytique doit tenir compte de l’exactitude des mesures chimiques pour les petites quantités de tissu. La spectrophotométrie d’absorption atomique (vapeur froide) nécessite un échantillon d’au moins 100 mg. La spectrométrie de fluorescence atomique (vapeur froide) a de plus faibles limites de détection et convient mieux au dosage des concentrations de mercure dans de petites quantités de tissu. La spectrométrie d’absorption atomique par combustion avec amalgamation à l’or est une méthode simple et rapide qui permet de doser le mercure total dans de petites quantités de tissu (Cizdziel et al., 2002).

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3.12 Références

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Tableaux

Le tableau 3-1 présente le degré de précision attendu et les statistiques sommaires des valeurs mesurées lors de l’étude des populations de poissons. Les valeurs exigées devant être évaluées sont notamment la longueur, le poids corporel total, l’âge, le poids des gonades, le poids des œufs, la fécondité, le poids du foie ou de l’hépatopancréas, les anomalies et le sexe. Le degré de précision attendu est indiqué pour chaque valeur exigée de même que les statistiques sommaires à fournir.

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Le tableau 3-2 présente les structures suggérées pour la détermination de l’âge d’espèces de poissons au Canada. Les espèces de poissons sont catégorisées en fonction d’une structure commune. Des commentaires sont indiqués concernant les rapports entre les structures pour la détermination de l’âge et les espèces de poissons.

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Le tableau 3-3 présente les indicateurs et les critères d’effets utilisés pour les différents types d’études des poissons. Les principaux indicateurs d’effets comprennent la survie, la croissance, la reproduction et la condition. Chaque indicateur d’effet est accompagné des critères d’effets et d’appui pour les études létales, des critères d’effets et d’appui pour les études non létales, ainsi que des critères d’effets et d’appui pour les études des mollusques sentinelles.

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Le tableau 3-4 présente des généralités et les périodes optimales suggérées pour l’échantillonnage des espèces de poissons utilisées dans les études de suivi des effets sur l’environnement. Les périodes d’échantillonnage sont établies en fonction du type de reproducteurs. Selon le type de reproducteurs et la période d’échantillonnage, la relation entre le poids des gonades et le poids corporel des femelles de la zone de référence est indiquée.

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Le tableau 3-5 présente les espèces de poissons couramment utilisées dans les ESEE, les aspects à considérer dans la conception du plan d’étude, ainsi que les périodes d’échantillonnage recommandées. Les poissons sont identifiés par famille, par espèce et par nom scientifique.

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Le tableau 3-6 présente le format suggéré pour présenter, en deux parties, les paramètres et les résultats des analyses de régression requis pour l’analyse de l’étude des poissons. Le tableau A présente le format suggéré pour indiquer les sommaires des paramètres, tandis que le tableau B illustre le format suggéré pour présenter les résultats des analyses de régression.

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